1 10 171 https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/76582c4e4ac926bf32028cf94b6f4bde.pdf 23634c42ec6c3a416e598de37f736b8d PDF Text Text INSTRUCTIVO Toma de muestras para la vigilancia epidemiológica activa en aves de corral Veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2026 �Índice Objetivo 4 Normativa 4 Criterios de selección de establecimientos 5 Responsables 5 Período de muestreo 6 Definiciones 6 Medidas de bioseguridad 6 Procedimiento de muestreo 7 Cantidad de muestras 7 Materiales 7 Procedimiento para la extracción de sangre 8 Condiciones de conservación y transporte 9 Acondicionamiento 9 Protocolo de remisión de muestras -SIGATM 10 Envío de las muestras 11 Cuadro resumen 12 Información complementaria 13 Contacto 13 �Introducción La Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA) del Senasa, por medio de la Coordinación General de Epidemiología —dependiente de la Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal— y en articulación con el Programa Nacional de Sanidad Aviar, define anualmente los establecimientos que deberán ser muestreados, conforme a los criterios establecidos en una matriz de riesgo. Estos establecimientos deberán ser incorporados de manera obligatoria en las actividades de vigilancia. En este contexto, la nueva Resolución Senasa N.° 468/2025 establece los criterios técnicos y operativos que deben aplicarse para la toma de muestras en el marco de estas acciones de vigilancia. La vigilancia epidemiológica serológica constituye una herramienta clave para la detección temprana de la Influenza aviar, permitiendo la adopción de medidas de control oportunas y la prevención de su diseminación. La participación activa y comprometida de todos los actores del sector es fundamental para fortalecer y ampliar el sistema de vigilancia, asegurando así la sanidad del sector avícola. Objetivo El presente instructivo tiene como objetivo proporcionar a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves los lineamientos técnicos necesarios para la ejecución del muestreo serológico en aves de corral. En el mismo se detallan los procedimientos a seguir, la metodología para la selección de establecimientos, las especificaciones sobre el tipo y cantidad de muestras a remitir, así como su posterior envío a los laboratorios que integran la red del Senasa. De esta manera, se garantiza el cumplimiento de las acciones de vigilancia sanitaria establecidas. 4 �Normativa Las siguientes resoluciones constituyen el marco regulatorio que deberá contemplarse para la realización del procedimiento del presente instructivo. • Resolución Senasa N.° 43/2026 - Trámite único de acreditación para veterinarios privados y técnicos, inspectores sanitarios. • Resolución Senasa N.° 153/2021 - Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica de enfermedades animales. • Resolución Senasa N.° 466/2025 - Plan de Contingencia para la Influenza Aviar. • Resolución Senasa N.° 468/2025 - Programa de Vigilancia Epidemiológica Activa y Pasiva de la Influenza Aviar. Criterios de selección de establecimientos La selección de establecimientos a muestrear se encuentra basada en riesgo permitiendo identificar de manera eficiente aquellos establecimientos con mayor probabilidad de transmisión de patógenos de interés sanitario, lo que posibilita aplicar medidas preventivas que generan un mayor impacto sobre la cadena avícola. Para ello, se consideran distintos indicadores y factores de riesgo que conforman un índice de riesgo. Entre ellos se incluye: la antigüedad del establecimiento, la proximidad a humedales o cuerpos de agua permanentes ubicados dentro de un radio de 10 kilómetros, y la cercanía a frigoríficos o granjas situadas en zonas de alta densidad avícola dentro de un radio de 3 kilómetros, según buffers obtenidos mediante herramientas de georreferenciación, la cantidad de inspecciones oficiales realizadas en los últimos 12 meses, entre otros. Responsables Veterinario acreditado en Sanidad y Bienestar de las Aves: debe proceder a la toma de muestra de sueros, el acondicionamiento y la remisión de muestras, correspondientes a cada unidad epidemiológica de aves de los predios que correspondan ser muestreados. Red Nacional de Laboratorios del Senasa: los laboratorios públicos/privados incor- porados en a la Red del Senasa son los encargados del análisis serológico y la emisión de resultados. 5 �Remisión de muestras y diagnóstico serológico para la Influenza Aviar Las muestras obtenidas deben ser remitidas a los laboratorios comprendidos dentro de la Red Nacional de Laboratorios de Controles Analíticos Oficiales (REDLAB) del SENASA, según normativa vigente. Período de muestreo El muestreo se debe realizar una vez por año, con excepción de establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS). Se recomienda ver cuadro disponible en página 12. Definiciones Con el objetivo de promover una comprensión precisa, es fundamental establecer las siguientes definiciones: • Aves de corral: designa a todas las aves criadas o mantenidas en cautiverio para la obtención de productos comerciales avícolas, o la reproducción para estos fines. Las aves no de corral se consideran como aves de corral cuando tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones avícolas. • Aves no de corral: incluye las aves silvestres de vida libre, traspatio, así como las silvestres cautivas, criadas para espectáculos, competencias, exposiciones, colecciones de zoológicos y concursos, y para la reproducción o la venta a dichos efectos, así como las aves de compañía, siempre que no tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones de producción avícolas. • Aves de raza: se refiere a especies de aves como gallinas o gallos, pavos, gallinetas, faisanes, codornices, patos o gansos de razas puras con fines de exposición en ferias y/o eventos. • Aves ornamentales: se refiere a aves como canarios o psitácidos de razas puras con fines de exposición en ferias y/o eventos. • Aves de traspatio: se refiere a las aves domésticas criadas a pequeña escala cuya producción se consume en el lugar. • Sistema Integrado de Gestión de Actas de Toma de Muestras (SIGATM): herramienta digital del Senasa que permite registrar, gestionar y realizar el seguimiento de las muestras tomadas en campo para distintos programas de vigilancia sanitaria y control oficial. • Unidad epidemiológica: designa a un grupo de aves con la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno, que están bajo el mismo manejo sanitario y comparten condiciones de alojamiento, alimentación y bioseguridad. 6 �Medidas de bioseguridad Las medidas de bioseguridad son fundamentales para prevenir la introducción y propagación de enfermedades dentro de los establecimientos avícolas. Entre ellas, se destaca el uso obligatorio de elementos de protección personal (EPP) durante todas las tareas, lo que incluye, entre otros, botas, guantes, mamelucos y barbijos, según el riesgo de la actividad. Es imprescindible realizar la desinfección rigurosa de calzado, manos, vehículos y equipos, antes y después de ingresar al establecimiento, asegurando que todos los elementos que entren o salgan se encuentren libres de posibles contaminantes. Además, es crucial evitar la contaminación cruzada entre lotes mediante la correcta planificación de los recorridos, la utilización exclusiva de equipos por lote, y la limpieza y desinfección adecuada entre visitas. Estas medidas, aplicadas de forma estricta y constante, son esenciales para proteger la salud de las aves, mantener la bioseguridad de las producciones y preservar la sanidad del sistema productivo en su conjunto. Procedimiento de muestreo Cantidad de muestras Se deberá tomar muestras de suero de un total de 20 (veinte) aves. Importante: La distribución de la toma de muestras deberá ser representativa, por lo que se deben tomar como mínimo 5 muestras por galpón (ej: si son 2 galpones, 10 muestras cada galpón; 4 galpones, 5 muestras por galpón; más de 4 galpones elegir 4 galpones y tomar 5 muestras por galpón). Criterios y condiciones para el muestreo en granjas comerciales Se establecen a continuación los criterios y condiciones bajo los cuales la toma de muestras reviste carácter obligatorio, con el objetivo de asegurar una adecuada vigilancia epidemiológica de influenza aviar en establecimientos avícolas comerciales. 1. Aves – producción de carne y aves – producción de huevo 1.1 Selección basada en riesgo En función de la matriz de riesgo elaborada por la Dirección Nacional de Sanidad Animal del Senasa, el listado de establecimientos para muestrear será definido anualmente y comunicado a través de las cámaras avícolas, las oficinas locales y mediante su publicación en la página oficial del organismo. 7 �1.2 Sistemas de producción semiextensivos o extensivos En los establecimientos que operen bajo sistemas semiextensivos o extensivos, y de conformidad con lo establecido en el artículo 19, inciso k) de la Resolución Senasa N.° 1699/2019, se deberá realizar un muestreo anual obligatorio de las aves, a fin de verificar la ausencia de influenza aviar. 2. Eventos de alta mortandad En establecimientos que hayan registrado DOS (2) eventos de mortandades iguales o superiores al DIEZ POR CIENTO (10 %) en los últimos DOCE (12) meses, aun con diagnóstico de laboratorio que confirme una etiología distinta de influenza aviar (por ejemplo, enfermedades respiratorias, neurológicas o digestivas), se deberá realizar un muestreo serológico obligatorio ante la ocurrencia del segundo evento, previo al envío de las aves a faena. Los resultados deberán ser presentados ante la oficina local correspondiente, junto con la documentación sanitaria respaldatoria, incluyendo el registro productivo y el descargo sanitario del establecimiento. 3. Aves de reproducción (abuelos y padres – línea pesada y liviana) En los establecimientos de reproducción aviar, el muestreo deberá realizarse conforme a la siguiente frecuencia: • Durante la etapa de recría: dentro de los CATORCE (14) días previos al inicio de la producción. • Previo al egreso a faena: dentro de los CATORCE (14) días previos al envío de las aves. Estas instancias de muestreo revisten carácter obligatorio y deberán ser cumplimentadas en la totalidad de los lotes o núcleos productivos. 4. Establecimientos ubicados en zona de control sanitario (zcs) Ante la confirmación de un brote de influenza aviar (H5/H7) y la consecuente delimitación de Zonas de Perifoco y Zona de Vigilancia, los establecimientos comprendidos deberán ajustarse a los esquemas de muestreo definidos por el Senasa. La vigilancia serológica será responsabilidad del titular del establecimiento/habilitación, de acuerdo con los lineamientos específicos establecidos para cada zona. Las determinaciones por PCR serán realizadas por el Senasa, en forma previa a la faena o a la autorización de movimientos de aves dentro de las zonas mencionadas. 8 �Materiales • Viales tipo Eppendorf (estériles). • Jeringas estériles de 2,5 ml a 3 ml. • Agujas (dependerá del tamaño del ave a muestrear). • Guantes. • Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. • Conservadora y refrigerantes. Procedimiento para la extracción de sangre Para la punción de la vena cubital (ala), se deberá: • Colocar el ave en posición de decúbito lateral, extender el ala, mojar las plumas con algodón húmedo; o levantar las mismas sobre la cara ventral de la base ósea del eje humeral, identificar la vena la cubital (vena del ala). • Presionar para ingurgitarla y extraer como mínimo 2.5 ml de sangre. Para obtener un suero sin hemólisis, se deberá transferir cuidadosamente la sangre de la jeringa al tubo, dejando que la sangre escurra por su Nunca se debe vaciar la sangre de forma brusca ni en el fondo del tubo. Además, es muy importante evitar agitar los tubos mientras se deja que la sangre repose para separar el suero. Los sueros deben mantenerse refrigerados entre +2 °C y +8 °C, desde el momento de su obtención hasta su envío al laboratorio. Este proceso no debe superar las 72 horas, siendo lo ideal completarlo dentro de las primeras 24 horas. Condiciones de conservación y transporte Acondicionamiento Embalaje primario • Debe ser hermético (ej: vial tipo Eppendorf). • En el caso de que se vayan a enviar varios recipientes primarios, cada uno de ellos deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. La/s muestra/s deberán colocarse de forma tal que no se produzcan derrames. Cada una de ellas deberá estar debidamente identificada – correspondiente al número de establecimiento – en una bolsa de nylon o conservadora. 9 �Se deberán colocar una cantidad de refrigerantes suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego, se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que, cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo Embalaje secundario • Debe ser hermético. • Debe contar con material absorbente suficiente, para prevenir eventuales roturas o filtraciones del embalaje primario. El embalaje secundario deberá ser acondicionado en una caja de telgopor, de forma tal que evite roturas y/o posibles derrames. Embalaje terciario a. Se deberá poner, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor de embalaje secundario. En el caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que lleven a la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje será a prueba de goteo. b. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo. c. En el exterior de la caja deberá colocarse un sobre de polietileno que contenga la documentación correspondiente. Cuando las muestras se envíen a Laboratorios de la Red del Senasa, se deberá incluir el talón con el número de acta generada en Sistema Integral de Gestión de Actas de Toma de Muestra (SIGATM). Protocolo de remisión de muestras-SIGATM Para que el veterinario acreditado pueda ingresar al SIGATM, primero deberá dirigirse al sitio web de la Agencia de Recaudación y Control Adua-nero (ARCA)1 y acceder con clave fiscal. 1 ex AFIP 10 �Allí deberá contar con el servicio del Senasa “SIGATM” vinculado. De lo contrario, se deberá buscar en la página principal el servicio y luego hacer clic en “Agregar”. Una vez vinculado el servicio, el acreditado podrá acceder al sistema a través del botón visualizado en la siguiente pantalla. Al momento de ingresar al SIGATM, el veterinario debe tener vigente su acreditación en Sanidad y Bienestar Aviar. De lo contrario, el sistema no permitirá el ingreso. Al momento de completar el protocolo, se deberá considerar el Instructivo SIGATM para la carga del acta de toma de muestras en aves de corral, disponible en el sitio web de Sanidad Aviar del Senasa. Envío de las muestras Previo al envío de las muestras, el veterinario deberá comunicarse con el laboratorio seleccionado para su recepción. Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas para su análisis y diagnóstico al laboratorio seleccionado al confeccionar el acta en SIGATM. En el exterior de la caja debe colocarse un sobre de polietileno que contenga la documentación correspondiente. Se deberá incluir el talón con el número de acta generado en SIGATM. Se recuerda que el embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. 11 �Cuadro resumen Categoría Selección Frecuencia Cantidad de muestra Tipo de muestra Edad de las aves Remisión de las muestras Resultados Observaciones Aves de producción de carne y producción de huevo El Senasa definirá anualmente los criterios para seleccionar los establecimientos que deberán incluirse obligatoriamente en la vigilancia. Anual 20 por unidad epidemiológica Suero Producción de carne: dentro de los 14 días previos a la faena. Producción de huevos: a partir de los 30 días de vida. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Aves de reproducción – abuelas y padres de línea liviana y pesada Todos los establecimientos de genética de abuelos y padres Anual 20 por unidad epidemiológica Suero Aves en la recría: dentro de los 14 días previos a pasar a producción y 14 días antes del envío a faena. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS) La vigilancia está implementada cuando los establecimientos de aves de corral queden comprendidos dentro de la ZCS dispuesta por el Senasa. Zona de perifoco: cada siete días. Zona de vigilancia: cada 14 días. 20 por unidad epidemiológica Suero Las edades que en ese momento se encuentre dentro de las zonas. Dentro de las 24 hs. Deben ser informados dentro de las 48 hs de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Aves de raza Predios que envíen aves a exposiciones Anual, previo a la exposición 20 por unidad epidemiológica Suero Las edades que en ese momento se encuentre. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. 12 �Información complementaria • Sitio web de Sanidad Aviar de Senasa. • Buscador de Laboratorios de Red. Contacto Programa de Sanidad Aviar • Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar • Teléfono de contacto: (011) 4121-5409 13 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Instructivo. Toma de muestras para la vigilancia epidemiológica activa en aves de corral. Veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves (2026) Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2026 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Relation A related resource Resolución Senasa N° 43/2026 Resolución Senasa N° 153/2021 Resolución Senasa N° 466/2025 Resolución Senasa N° 468/2025 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0203 Abstract A summary of the resource. El presente instructivo tiene como objetivo proporcionar a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves los lineamientos técnicos necesarios para la ejecución del muestreo serológico en aves de corral. En el mismo se detallan los procedimientos a seguir, la metodología para la selección de establecimientos, las especificaciones sobre el tipo y cantidad de muestras a remitir, así como su posterior envío a los laboratorios que integran la red del Senasa. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Objetivo Normativa Criterios de selección de establecimientos Responsables Período de muestreo Definiciones Medidas de bioseguridad Procedimiento de muestreo Cantidad de muestras Materiales Procedimiento para la extracción de sangre Condiciones de conservación y transporte Acondicionamiento Protocolo de remisión de muestras -SIGATM Envío de las muestras Cuadro resumen Información complementaria Contacto Enfermedades de las Aves Toma de muestras Veterinarios https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/0367ff0a80b02f6e867e5b989b3663e0.pdf ac5b5747a90b2ae0418d8f8cb6d6334c PDF Text Text Sublethal effects of an Argentine Bacillus thuringiensis strain on the development and fitness of Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) Gisele Ivonne Antonuccio1,2* and Diego Herman Sauka1,3 1 Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (INTA), Instituto de Microbiología y Zoología Agrícola (IMYZA), Hurlingham, Buenos Aires, Argentina 2 Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA), Buenos Aires, Argentina 3 Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET), Argentina *Correspondence: antonuccio.gisele@inta.gob.ar INTRODUCTION & AIM RESULTS & DISCUSSION • Alphitobius diaperinus (lesser mealworm) is a significant pest affecting broiler • Mortality results: LC30 (µg/ml)= 69 [62 – 84] CV=15%; LC50 (µg/ml) = 136 [118 – and layer poultry facilities. 155] CV=12%; Slope: 1.82; χ² (4 df) = 4.57. • Its life cycle (Fig. 1) occurs entirely within poultry litter and manure, leading to structural damage, bird injuries, and serving as a reservoir for microbial • Table 1 presents the sublethal effects of different lethal concentrations (LC30 and pathogens. LC50) of B. thuringiensis INTA Mo4-4 on key developmental parameters of A. • Current control strategies rely on the use of chemical insecticides and the diaperinus larvae, pupae and adults. periodic replacement of litter. Table 1. Partial life table of A. diaperinus. The average, minimum, and maximum values are • The INTA Mo4-4 strain of Bacillus thuringiensis, identified through a nationwide indicated for each parameter. Means with a common letter are not significantly different (p > screening of native Argentine strains, has shown high lethality against A. 0.05). diaperinus larvae. Measured variable CONTROL LC30 LC50 Larval stage duration from hatching (days) 94.69A [78.31 – 105.00] 101.13A [80.92 -114.48] 122.60A [96.00 – 151.00] Larval stage duration since the end of Bt intake (days) 76.69A [60.31 – 87.00] 83.13A [62.92 - 96.48] 104.60A [78.00 – 133.00] Pupal stage duration (days) 5.71A [5.00 - 6.36] 6.35A [5.93 - 6.62] 6.95A [6.29 - 7.60] Life cycle of Alphitobius diaperinus Fig. 1 . Life cycle of A. diaperinus. (a) Eggs in clusters; (b) early-stage larva with molted exoskeleton; (c) advanced-stage larva; (d) larva preparing to pupate; (e) A. diaperinus pupa; (f, g) pupa undergoing progressive molting into an adult; (h) newly emerged whitish adult; (i) sclerotizing adult with a brown coloration; and (j) fully mature black adult. The aim of this work was to evaluate the sublethal effects of B. thuringiensis INTA Mo4-4 on the development, survival, and fitness of A. diaperinus to assess its potential as an effective biocontrol agent in poultry facilities. METHOD In figure 2, a schematic presentation of the two-stage workflow used to quantify both lethal and sublethal effects of the INTA Mo4-4 strain on A. diaperinus larvae is shown. Larval area (mm2) 1.32B [1.17 - 1.67] 0.97A [0.87 - 1.06] 0.82A [0.71 - 0.95] Larval weight (mg) 0.37B [0.28 - 0.42] 0.25A [0.23 -0.28] 0.20A [0.17 - 0.22] Pupal area (mm2) 9.32A [5.90 - 13.50] 8.44A [5.70 - 9.50] 7.80A [6.60 - 8.70] Pupal weight (mg) 10.08A [6.97 - 14.63] 8.75A [4.44 - 11.21] 8.12A [7.54 - 8.55] Adult area (mm2) 9.63A [6.50 - 13.20] 8.54A [4.90 - 10.90] 7.95A [6.90 - 9.30] Adult weight (mg) 8.97A [6.08 - 13.10] 7.65A [3.47 - 10.37] 6.96A [6.59 - 7.17] Larval effects: • LC30 treatment: Reduced weight and area compared to control . • LC50 treatment: Further reduced weight and area. • Statistically significant differences compared to control. Developmental periods: • Larval and pupal stages were prolonged under higher treatment concentrations. • Trends observed, but differences not statistically significant. Pupal and adult fitness: • Pupal weights and sizes decreased as treatment concentrations increased. • Adult weights and body areas followed a similar decreasing trend, with lower values observed at higher concentrations. • Trends observed, but differences not statistically significant. CONCLUSION • B. thuringiensis INTA Mo4-4 induces both mortality and sublethal effects on A. diaperinus. • Sublethal effects include reduced larval size and weight, with potential implications for pest development and fitness. • Findings highlight the potential of B. thuringiensis INTA Mo4-4 as a bioinsecticide for controlling A. diaperinus, with insights for further development. FUTURE WORK Fig. 2. First series of bioassays to determine lethal concentrations 30 and 50; second series of bioassays to study the sublethal effects themselves. Monitoring of larvae that subsequently pupated and developed into adults. Weight and area were recorded at each stage of the life cycle. • Once individual death date records are complete, we will estimate key mortality metrics (LT50 and LT90) to evaluate the time-dependent effectiveness of treatments. • Biochemical analyses will be performed on surviving larvae to assess potential differences in metabolic reserves (e.g., proteins, lipids, glucose, glycogen) across treatments. • Further bioassays will examine the combined effects of B. thuringiensis INTA Mo4-4 and Enterobacter sp. INTA AN1-1, the most abundant bacteria isolated from the culturable gut microbiota of A. diaperinus. https://sciforum.net/event/IECE2025 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Trabajos, Tesis, Tesinas Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Sublethal effects of an Argentine <em>Bacillus thuringiensis</em> strain on the development and fitness of <em>Alphitobius diaperinus</em> (Coleoptera: Tenebrionidae) Creator An entity primarily responsible for making the resource Antonuccio, Gisele Sauka, Diego Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Language A language of the resource En Type The nature or genre of the resource Póster académico Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0202 Abstract A summary of the resource. Trabajo presentado en: The 2nd International Electronic Conference on Entomology. 19-21 May 2025. El objetivo de este trabajo fue evaluar los efectos subletales de B. thuringiensis INTA Mo4-4 sobre el desarrollo, la supervivencia y la aptitud de A. diaperinus para determinar su potencial como agente de biocontrol eficaz en instalaciones avícolas. Aves Control de Plagas https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/c623e72cc1a6319ba87b4a9b8df86962.pdf d8fa056b33da7f7c800bcc747a3cc43a PDF Text Text Article Initial Sublethal Exposure to an Argentine Bacillus thuringiensis Strain Induces Chronic Toxicity and Delayed Mortality in Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) Gisele Ivonne Antonuccio 1,2, * , Lucas Candás 1 1 2 3 * and Diego Herman Sauka 1,3 Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (INTA), Instituto de Microbiología y Zoología Agrícola (IMYZA), Buenos Aires B1686IGC, Argentina; candas.lucas@inta.gob.ar (L.C.); sauka.diego@inta.gob.ar (D.H.S.) Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA), Buenos Aires C1107ADR, Argentina Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET), Buenos Aires C1425FQB, Argentina Correspondence: antonuccio.gisele@inta.gob.ar Simple Summary Pest control in agriculture and livestock is a constant challenge, particularly when insect pests affect animal production systems. Although agrochemicals have traditionally been the main control strategy, environmentally friendly alternatives are increasingly needed. Bacillus thuringiensis is a widely used bacterium for insect control that acts when ingested and is valued for its safety and target specificity. However, the initial effects of concentrations that do not immediately kill insects but weaken them over time have been little studied in beetle pests. In this work, we evaluated the initial sublethal effects of an Argentine B. thuringiensis strain on Alphitobius diaperinus larvae after 14 days of dietary exposure and followed the insects throughout their life cycle to assess chronic toxicity. Larvae exposed to the bacterium showed significant reductions in weight and body size, altered nutritional reserves, and reduced survival compared with untreated individuals. Even insects that initially survived exhibited significant delayed mortality, indicating long-term irreversible damage. These results demonstrate that B. thuringiensis can reduce beetle populations not only by killing insects directly but also by weakening them through chronic effects, supporting its use as an effective and sustainable biotechnological tool for pest management. Abstract Academic Editor: Nickolas G. Kavallieratos Received: 26 December 2025 Revised: 8 February 2026 Accepted: 13 February 2026 Published: 18 February 2026 Copyright: © 2026 by the authors. Licensee MDPI, Basel, Switzerland. This article is an open access article distributed under the terms and conditions of the Creative Commons Attribution (CC BY) license. Insects 2026, 17, 213 Bacillus thuringiensis is the most extensively studied entomopathogenic bacterium worldwide; however, its sublethal effects on beetles remain poorly characterized. The aim of this study was to evaluate the toxicity of a previously selected Argentine strain of B. thuringiensis on second-instar Alphitobius diaperinus larvae during an initial 14 days of exposure, and to assess its effects at day 14 and throughout the remainder of the life cycle until death. Three treatments were applied: control, LC30 , and LC50 . Larval, pupal, and adult weight and body surface area were recorded, and nutritional composition was quantified using colorimetric methods. Insect status was monitored every 48–72 h over a total period of 540 days, until the death of the last individual. Among the evaluated variables, statistically significant differences between control and treatment groups were detected in larval area and weight, in the survival analysis and in two nutritional components: total protein and lipid content per larva. Overall, the results demonstrate that initial sublethal exposure to B. thuringiensis induces chronic lethal effects with delayed mortality in A. diaperinus, indicating irreversible physiological damage. This provides valuable information not only for understanding the biology of this insect but also for stakeholders involved in the productive scaling of beetle-targeted bioinputs. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 2 of 16 Keywords: Alphitobius diaperinus; Bacillus thuringiensis; sublethal effects; biocontrol; virulence 1. Introduction The lesser mealworm, Alphitobius diaperinus Panzer (Coleoptera: Tenebrionidae) [1], is a key pest in poultry production systems. In addition to causing direct damage to facilities, it is recognized as a potential vector of avian pathogens, including bacteria, viruses, and parasites, posing significant sanitary risks and potentially leading to substantial economic losses [2]. The intensive use of chemical insecticides for its control has resulted in resistant populations, as well as concerns about residues in poultry products and risks to animal and human health. These challenges underscore the need for alternative, environmentally safe control strategies [3,4]. Among microbial control agents, Bacillus thuringiensis is the most widely used entomopathogenic bacterium. During sporulation, it produces parasporal crystalline inclusions composed of proteins (Cry and Cyt) that exhibit selective toxicity against insect larvae upon ingestion. This bacterium can also secrete pesticidal proteins during the vegetative stage (Vpa/Vpb and Vip). To date, hundreds of B. thuringiensis pesticidal proteins have been described [5], some of which have been developed into bioinsecticide formulations or expressed in transgenic crops. Their activity spans multiple insect orders, including Lepidoptera, Diptera, Coleoptera, and Hemiptera. The first B. thuringiensis strain with activity against coleopterans was reported by Krieg et al., 1983 [6]. Since then, several pesticidal proteins have been associated with toxicity to A. diaperinus larvae [7,8]. Nevertheless, compared with lepidopteran pests, the market for coleopteran-targeting bioinsecticides remains less developed, partly due to the historical focus on caterpillars, the limited availability and narrower activity of coleopteran-active B. thuringiensis toxins, and the cryptic feeding habits of many beetle larvae, which reduce their exposure to B. thuringiensis and complicate effective application. Recent evaluations of local B. thuringiensis strains have identified promising candidates for controlling A. diaperinus. Pérez et al., 2025 [9] selected INTA Mo4-4 as highly toxic to larvae, demonstrating that its insecticidal activity is predominantly associated with the spore–crystal pellet, consistent with the involvement of Cry proteins. In that study, INTA Mo4-4 showed the highest toxicity among 41 evaluated strains and caused mortality levels 2.7-fold higher than those of the reference strain B. thuringiensis svar. morrisoni tenebrionis DSM 2803. Previous reports have shown that such parasporal crystal proteins— including Cry3Aa, Cry3Bb, Cry8Ca and proteins with dual activity against Diptera and some coleopterans, including Cry4B, Cry10, Cry11A and Cyt1A—constitute the main virulence factors of B. thuringiensis against A. diaperinus [7,8]. However, most studies have focused on acute toxicity, while the potential sublethal effects of B. thuringiensis exposure remain largely unexplored [10–13]. This is particularly relevant because, under field or farm conditions, environmental factors such as UV light, rainfall and microbial degradation often reduce the persistence and availability of B. thuringiensis toxins [14]. As a result, insects may be exposed to initial sublethal doses that, although insufficient to cause immediate mortality during the early stages of exposure, could affect development, reproduction, and overall fitness. To date, studies addressing such sublethal effects in A. diaperinus are scarce. Understanding how initial sublethal concentrations of B. thuringiensis impact this pest could provide valuable insights for integrated pest management and contribute to more sustainable control strategies. Therefore, the objective of this work was to evaluate the initial sublethal effects and subsequent chronic https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 3 of 16 toxicity of an Argentine B. thuringiensis strain on the development, survival and fitness of A. diaperinus. 2. Materials and Methods 2.1. Production of Bacillus thuringiensis INTA Mo4-4 Active Ingredient INTA Mo4-4 is an Argentine B. thuringiensis strain isolated from stored-product dust collected in the locality of Chacabuco, Buenos Aires Province, Argentina. The strain is preserved in the Bacterial Collection of the Instituto de Microbiología y Zoología Agrícola, Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (IMYZA-INTA), as previously reported by Pérez et al. (2025) [9]. Bacillus thuringiensis INTA Mo4-4 biomass was produced following the protocol of Pérez (2017) [15] with minor modifications. An optimized BM broth (containing 2.5 g NaCl, 1 g KH2 PO4 , 2.5 g K2 HPO4 , 0.25 g MgSO4 ·7H2 O, 0.1 g MnSO4 ·H2 O, 5 g glucose and 6 g yeast extract per liter of distilled water, adjusted to pH 7.2) was prepared and divided into 12 Erlenmeyer flasks (50 mL per flask). Each flask was inoculated with 50 µL of a highly concentrated stock suspension of the spore-crystal complex. Cultures were incubated in the dark at 28 ◦ C with shaking (250 rpm) for 72 h, until autolysis occurred. The biomass (spore-crystal complex) was collected by centrifugation (10,000 g, 4 ◦ C, 20 min), washed three times with sterile distilled water, dried at 28 ◦ C for four days, and ground to a fine powder that was stored at −20 ◦ C until further use in subsequent analyses and bioassays. 2.2. Bioassays for Toxicity Biological tests with a spore-crystal complex suspension were conducted, except that a series of six concentrations (concentration range: 37.13–320 µg/mL; dilution factor: 0.65) were prepared to establish the concentration-response relationship by Probit analysis. Fortyeight larvae (24 larvae per plate) were tested for each concentration and bioassay date. Bioassays were performed against second instar larvae of A. diaperinus using the diet incorporation method previously described Pérez (2017) [15]. Artificial larval diet was prepared daily (133.3 g chicken feed, 10 g agar, 1 L deionized water) and sterilized (121 ◦ C, 15 min). Preservatives (ascorbic acid 2.5 g/L, sorbic acid 1.25 g/L, nipagin 2.08 g/L) were added after cooling to 55 ◦ C. Strain suspensions were incorporated into freshly prepared diet made on the same day, based on chick starter feed (4 mL per 36 mL diet per Falcon tube), and 400 µL of diet were dispensed per well in 24-well plates. Second-instar larvae were individually placed in wells. Mortality was recorded after 14 days at 29 ◦ C. Four independent bioassays fulfilling the statistical criteria for B. thuringiensis were chosen as described by Iriarte & Caballero 2001 [16], and LC30 and LC50 values were estimated using Probit analysis [17] in IBM SPSS Statistics v19. To ensure robustness and reproducibility, only bioassays showing coefficients of variation ≤ 20% were considered valid. Two series of bioassays were performed: first, six concentrations of spores and crystals were tested for acute toxicity; second, sublethal bioassays using LC30 and LC50 concentrations were conducted on surviving larvae to assess effects on development and fitness. The selection of LC30 and LC50 was based on bibliographic references that revealed sublethal effects of B. thuringiensis on pest insect larvae, both individually and in combination with other control strategies [18,19]. 2.3. Evaluation of Sublethal and Chronic Effects Initial sublethal effects were evaluated after 14 days of exposure to the wet diet (LC30 and LC50 , as defined in Section 2.2). To quantify growth inhibition, larvae were weighed in pools of 48 individuals and photographed in groups of four to estimate their body area using Image J software (version 1.54g; National Institutes of Health, Bethesda, MD, USA). https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 4 of 16 Following this initial exposure phase, individuals were transferred to and maintained in separate test tubes with a dry (untreated) diet to prevent cannibalism and ensure precise individual tracking, while allowing for the assessment of delayed mortality. A. diaperinus specimens were monitored throughout their entire life cycle. Survival, molting, pupation, and adult emergence were recorded every 48–72 h. Upon reaching these stages, pupae and adults were weighed and photographed. Sex determination at the pupal stage followed the morphological criteria of Esquivel et al., 2012 [20]. To identify chronic toxicity and determine the maximum life expectancy for A. diaperinus per treatment, monitoring was extended for up to 540 days from hatching. This period was established based on the maximum lifespan recorded in the laboratory conditions, where 0.42% of the control, 0.46% of the LC30 , and 0.55% of the LC50 populations reached this age. This extended observation window is essential to capture physiological “hidden costs” and delayed mortality—which define here as chronic lethal effects—that standard short-term bioassays typically overlook, providing a comprehensive view of the long-term impact of B. thuringiensis exposure. Survival analysis was conducted using Kaplan-Meier curves, and statistical differences among treatments were assessed using the log-rank (Mantel-Cox) test applying a Bonferroni correction for multiple comparisons. To evaluate the rate of mortality within each treatment, lethal time (LT50 and LT90 ) values were estimated using bootstrap confidence intervals [21]. 2.4. Biochemical Analyses of Surviving Larvae Surviving larvae from control, LC30 , and LC50 treatments were randomly pooled and sacrificed for biochemical assays to evaluate the impact of Bt exposure on energy reserves. Proteins: Following the protocol of Brogdon 1984 [22], samples (pools of 2–14 larvae, depending on size) were homogenized in phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.4) and centrifuged at 15,400× g for 3 min at 4 ◦ C to separate the supernatant from the pellet. The resulting supernatants were analyzed using Bradford reagent in 96-well plates. Protein concentrations were calculated from bovine serum albumin (BSA) standard curves and normalized to larval biomass (µg protein/mg larval weight) by measuring absorbance at 595 nm using a microplate reader. Lipids: Total lipids were extracted as described by Anschau et al., 2017 [23] with slight modifications. Pools of ~10 larvae were homogenized in chloroform:methanol (2:1, v/v) mixture. After centrifugation (15,400× g for 3 min at 4 ◦ C) to separate the supernatant from the pellet, supernatants were reacted with concentrated H2 SO4 and vanillin-phosphoric acid reagent for colorimetric quantification. Absorbance was recorded at 530 nm, and lipid content was expressed as µg/mg of larval weight. Sugars and glycogen: According to Yuval et al., 1998 [24] sugars were extracted using a chloroform:methanol (1:2, v/v) solution, whereas glycogen was obtained by aqueous extraction from the resulting pellets in a subsequent step. Both analytes were reacted with anthrone in H2 SO4 using different reagent proportions following the reference method, and absorbance was measured at the same wavelength (625 nm). Sugars were quantified using glucose-based standard curves, while glycogen standards (Fermentas, molecular biology grade, 20 mg mL−1 ) were used for glycogen determination. For all variables analyzed in this study, including biological parameters and biochemical assays, statistical assumptions (normality via Shapiro-Wilk and homogeneity of variance via Levene’s test) were verified to ensure the appropriateness of the statistical tests. Differences among treatments were analyzed using one-way analysis of variance (ANOVA) for parametric data or the Kruskal–Wallis test for non-parametric data, with Bonferroni corrections applied where appropriate. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 5 of 16 3. Results 3.1. Lethal and Sublethal Concentration Estimates Concentration–mortality responses for the four bioassays are summarized in Table 1. LC30 values ranged from 61.55 to 84.34 µg/mL, and LC50 values ranged from 117.83 to 154.55 µg/mL. The slopes of the probit regressions varied between 1.42 and 2.18. χ2 values (4 df) indicated a satisfactory model fit across all assays. Coefficients of variation were below 20% for both calculated LC levels. The mean LC30 (68.91 µg/mL) and LC50 (135.74 µg/mL) were selected as the initial sublethal exposure levels for subsequent experiments. Table 1. Sublethal concentrations of a spore-crystal suspension of B. thuringiensis INTA Mo4-4 against second-instar larvae of A. diaperinus 14 days post treatment. Assay 1 2 3 4 Mean CV 2 LC30 1 (µg/mL) LC50 1 (µg/mL) 67.76 [52.64–81.64] 84.34 [65.65–102.24] 61.98 [40.35–81.21] 61.55 [19.66–95.36] 117.83 [99.24–140.86] 154.55 [128.08–194.19] 144.87 [113.21–198.76] 125.69 [77.50–229.18] 68.91 15.49% 135.74 12.46% Slope 3 χ2 (4 df) 4 2.18 3.97 1.99 1.85 1.42 4.58 1.69 7.88 LC30 1 and LC50 1 (lethal concentration) average of four repetitions + 95% confidence limits for concentration; 2 coefficient of variation; 3 slope; 4 χ2 with four degrees of freedom (df). 3.2. Effects on Larval Performance and Development The impact of initial sublethal concentrations (LC30 and LC50 ) of the spore-crystal suspension of INTA Mo4-4 on selected biological parameters of A. diaperinus is summarized in Table 2. Additional data are provided in the Supplementary Information, including Table S1 (Individual larval weight), Table S2 (Individual larval area), Table S3 (Individual larval and pupal stage duration), and Table S4 (Pupae and adult area and weight). Table 2. Sublethal effects of LC30 and LC50 on biological parameters of A. diaperinus. The average, minimum, and maximum values ± standard error (S.E.) are indicated for each parameter. Variable Larval weight (mg) Larval area (mm2 ) Larval stage duration from hatching (days) Larval stage duration since the end of Bt intake (days) Pupation rate (%) Pupal stage duration (days) Control (Mean ± S.E. [min–max]) 0.37 B ± 0.02 [0.28–0.42] 1.36 B ± 0.08 [1.17–1.67] n 192 192 LC30 (Mean ± S.E. [min–max]) 0.25 A ± 0.02 [0.23–0.28] 0.95 A ± 0.08 [0.87–1.06] n 180 180 LC50 (Mean ± S.E. [min–max]) 0.20 A ± 0.02 [0.17–0.22] 0.82 A ± 0.08 [0.71–0.95] n 178 178 94.69 A ± 9.17 [78.31–105.00] 106 101.13 A ± 10.59 [80.92–114.48] 71 100.65 A ± 12.97 [78.70–122.60] 28 76.69 A ± 9.17 [60.31–87.00] 106 83.13 A ± 10.59 [62.92–96.48] 71 82.65 A ± 12.97 [60.70–104.60] 28 42.79 A ± 15.17 [4.17–81.25] 5.71 A ± 0.30 [5.00–6.36] 106 95 26.58 A ± 15.17 [0.00–54.55] 6.35 A ± 0.35 [5.93–6.62] 71 65 11.78 A ± 15.17 [0.00–32.39] 6.95 A ± 0.43 [6.29–7.60] 28 26 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 6 of 16 Table 2. Cont. Variable Pupal area (mm2 ) Pupal weight (mg) Adults rate (%) Adult area (mm2 ) Adult weight (mg) Control (Mean ± S.E. [min–max]) 10.21 A ± 1.27 [9.32–11.10] 11.30 A ± 1.74 [10.10–12.50] 42.79 A ± 15.11 [4.17–81.25] 9.87 A ± 0.92 [8.70–11.28] 9.48 A ± 1.13 [8.42–11.04] n 87 87 106 80 80 LC30 (Mean ± S.E. [min–max]) 9.78 A ± 1.04 [8.44–11.21] 10.95 A ± 1.42 [8.75–13.05] 26.29 A ± 15.11 [0.00–53.41] 9.72 A ± 0.92 [8.54–11.38] 9.65 A ± 1.13 [7.65–11.35] LC50 (Mean ± S.E. [min–max]) n 9.74 A ± 1.27 [7.80–11.68] 10.58 A ± 1.74 [8.12–13.04] 11.78 A ± 15.11 [0.00–32.39] 9.52 A ± 1.13 [7.95–11.08] 9.01 A ± 1.39 [6.96–11.06] 59 59 70 59 59 n 26 26 28 23 23 Means with a common letter are not significantly different (p > 0.05). The variation in n observed among treatments and recorded variables reflects the progressive decline in the number of surviving specimens over time, primarily due to treatment effects. In addition, some individuals escaped from their individual containers and became mixed, and others were lost because their diet became compromised by fungal growth. These specimens were excluded from the sublethal dataset throughout the experiments. Sublethal exposure to B. thuringiensis INTA Mo4-4 at LC30 and LC50 produced clear effects on larval growth. Both concentrations significantly reduced mean larval weight and body area compared with controls. Larval weight decreased from 0.37 ± 0.02 mg in controls to 0.25 ± 0.02 mg in LC30 and 0.20 ± 0.02 mg in LC50 . Similarly, larval body area declined from 1.36 ± 0.08 mm2 in controls to 0.95 ± 0.08 mm2 in LC30 and 0.82 ± 0.08 mm2 in LC50 . In contrast, neither the duration of the larval stage nor that of the pupal stage differed significantly among treatments. Pupation and adult emergence rates showed a decreasing trend with increasing B. thuringiensis INTA Mo4-4 concentration (adult emergence: 42.79% in controls; 26.29% in LC30 ; 11.78% in LC50 ), although these differences did not reach statistical significance (p > 0.05) due to high individual variability. Likewise, no significant differences were detected in pupal area, pupal weight, adult weight, or adult body area across treatment groups. 3.3. Sex-Specific Effects Pupal and adult measurements disaggregated by sex are presented in Table 3. While statistical analysis (Bonferroni test) showed no significant differences in pupal or adult weight and area among treatments within each sex, there was a mild increase in female pupal weight and area at LC30 and LC50 compared to the control. Although non-significant (p > 0.05), this trend suggests a potential differential physiological response between genders under Bt stress. Table 3. Sublethal effects on pupal and adult biological parameters with gender interaction. Stage Variable Gender Female Weight Male Pupae Female Area Male Control (Mean ± S.E. [min–max]) 11.95 AB ± 0.56 [8.18–17.83] 9.30 A ± 0.60 [6.85–15.47] 10.13 BC ± 0.39 [7.20–14.80] 8.61 A ± 0.41 [5.90–12.00] n 24 21 24 21 LC30 (Mean ± S.E. [min–max]) 12.77 B ± 0.62 [8.11–19.76] 9.47 A ± 0.67 [4.44–15.00] 10.73 BC ± 0.42 [7.90–13.50] 8.90 A ± 0.46 [5.70–13.70] n 20 17 20 17 LC50 (Mean ± S.E. [min–max]) 12.35 AB ± 1.23 [9.27–16.10] 9.62 AB ± 0.97 [7.54–14.09] 11.34 C ± 0.85 [9.20–13.50] 9.20 AB ± 0.67 [6.60–12.70] n 5 8 5 8 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 7 of 16 Table 3. Cont. Stage Variable Gender Female Weight Male Adult Female Area Male Control (Mean ± S.E. [min–max]) n 10.45 AB ± 0.47 [6.97–14.18] 8.22 A ± 0.54 [7.76–12.91] 10.69 AB ± 0.39 [7.80–15.40] 8.97 A ± 0.46 [6.50–12.40] 24 18 24 18 LC30 (Mean ± S.E. [min–max]) 11.19 B ± 0.54 [6.87–16.71] 8.03 A ± 0.55 [3.47–12.34] 11.38 B ± 0.46 [7.70–16.00] 9.05 A ± 0.47 [4.90–11.00] n 18 17 18 17 LC50 (Mean ± S.E. [min–max]) 10.96 AB ± 1.02 [8.34–13.82] 7.98 A ± 0.81 [5.67–12.21] 10.34 AB ± 0.86 [7.80–12.40] 9.06 AB ± 0.68 [6.90–12.70] n 5 8 5 8 Means with a common letter are not significantly different (p > 0.05). As shown in Table 3, the effects of sublethal concentrations during the pupal and adult stages were influenced by gender. In pupae, female weight and body area tended to increase slightly at LC30 and LC50 compared with the control, whereas male pupae exhibited only minor, non-significant changes. Similarly, in adults, females showed a slight increase in weight and body area under LC30 , while males displayed no significant variation across treatments. Statistical analysis using the Bonferroni test indicated that most of these differences were not significant at the 0.05 level, highlighting subtle, gender-specific responses. 3.4. Macromolecular Content Biochemical analysis of surviving larvae (14 days post-exposure) is presented in Table 4. Proteins and lipids were the most sensitive reserves, showing significant reductions when expressed per individual in both LC30 and LC50 groups compared to the control (p < 0.05). Conversely, the contents of soluble sugars and glycogen did not differ significantly across treatments at the evaluated concentrations (Table 4). Table 4. Macromolecule content of A. diaperinus larvae under control, LC30 and LC50 treatments. Macromolecule Control (Mean ± S.E.) [min–max] n LC30 (Mean ± S.E.) [min–max] n LC50 (Mean ± S.E.) [min–max] n Proteins Lipids Sugars Glycogen 13.23 B ± 1.03 [10.43–17.13] 19.87 B ± 1.63 [14.04–27.56] 2.14 A ± 0.73 [0.89–3.38] 0.13 A ± 0.03 [0.07–0.20] 23 48 24 69 6.36 A ± 1.19 [5.46–7.75] 11.04 A ± 2.30 [8.37–13.31] 1.90 A ± 0.73 [1.66–2.14] 0.12 A ± 0.03 [0.10–0.13] 20 30 24 49 3.76 A ± 1.03 [2.67–6.00] 9.36 A ± 1.99 [6.22–13.64] 1.66 A ± 0.73 [1.63–1.68] 0.07 A ± 0.03 [0.03–0.13] 35 40 24 44 Means with a common letter are not significantly different (p > 0.05). Values in µg/larva; mean ± standard error; n = number of larvae per pool; means with same letter not significantly different, p > 0.05. The sample size (n) is variable as the colorimetric reactions were performed on surviving residual specimens from each bioassay date. Glycogen determinations include a higher number of replicates than glucose due to the exclusion of some glucose measurements that did not meet quality control criteria. The data reveal that proteins and lipids are the most sensitive macromolecular targets of initial sublethal exposure. The significant decrease in these reserves is consistent with a high energetic cost associated with the immune response or the repair of intestinal damage caused by B. thuringiensis INTA Mo4-4. As shown in Table 4, the depletion of these energydense molecules was concentration-dependent, highlighting the metabolic stress imposed by the entomopathogenic bacteria during the first 14 days of exposure. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 8 of 16 3.5. Long-Term Survival and Lethal Time (LT) Analysis The effects of B. thuringiensis INTA Mo4-4 treatment on the survival probability of A. diaperinus larvae over time are presented in Figure 1. Day 0 represents the end of the initial bioassay under moist diet conditions and the transition to individual dry-diet tubes. Individual survival records by insect, bioassay date, and treatment are available in the Supplementary Material (Table S5: Global survival analysis). Figure 1. Kaplan-Meier survival curves indicating survival probability as a function of time. The three treatments under study were: CONTROL, LC30 and LC50 . The shaded areas represent the 95% confidence intervals for each survival curve. Cross marks on the curves indicate censored observations. To maintain the rigor of the Kaplan-Meier analysis, individual specimens that could not be monitored until natural death—due to fungal contamination (non-Bt related) or technical incidents (e.g., escapes)—were treated as censored observations, as indicated by cross marks in Figure 1. A statistically significant difference in survival was found among the treatment groups (χ2 = 109, df = 2, p < 2 × 10−16 ). The high χ2 value suggests a strong dose-dependent impact of the Argentine Bt strain on the longevity of the population. Significant differences between all pairs (Control vs. LC30 , Control vs. LC50 , and LC30 vs. LC50 ) were confirmed through pairwise comparisons adjusted with the Bonferroni method (p < 0.05). Survival percentiles, including the median survival (LT50 ) and the time to 90% mortality (LT90 ), are summarized in Table 5. The marked effect of the INTA Mo4-4 strain is evident as the LT50 decreased dramatically from 116.58 days in the control to 14.28 and 4.19 days for LC30 and LC50 , respectively. This indicates that even concentrations designed to be sublethal in the short term trigger chronic lethal effects with an accelerated mortality rate shortly after ingestion. Furthermore, the chronic nature of these effects is reflected in the LT90 values. Although a small fraction of the population exhibited high resilience and a prolonged lifespan, the time required to reach 90% mortality was reduced by approximately 24% and 40% in the LC30 and LC50 groups, respectively, compared to the control. This confirms that the physiological impairment sustained during the larval stage results in persistent biological costs that significantly shorten the maximum life expectancy of the species. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 9 of 16 Table 5. Survival percentiles for each treatment group (days). Treatment Group LT50 (CI) LT90 (CI) Control LC30 LC50 116.58 (106.95–121.35) 14.28 (10.78–18.92) 4.19 (3.43–6.00) 218.70 (164.63–427.88) 166.80 (149.85–331.07) 130.70 (112.85–152.54) LT50 = median lethal time; LT90 = time at which 90% of individuals have died; CI = 95% confidence interval. 4. Discussion This study investigated the initial sublethal effects of the Argentine Bacillus thuringiensis strain INTA Mo4-4 on the development, fitness, and nutritional physiology of Alphitobius diaperinus larvae. The interpretation of the observed effects is based on bioassay evidence rather than on direct molecular or proteomic identification of individual Cry, Cyt, Vip, or Vpa/Vpb proteins produced by INTA Mo4-4. Accordingly, the precise virulence factors involved were not identified in the present study, and references to Cry toxins should be understood within this experimental context. The results demonstrate profound and persistent chronic effects, particularly impacting larval growth, survival, and energy reserves. These findings highlight the potential of initial sublethal B. thuringiensis concentrations to disrupt the life cycle and fitness of this major poultry pest, offering insights for integrated pest management (IPM) strategies. Although the present bioassays were conducted under controlled laboratory conditions, with larvae maintained individually to prevent cannibalism, these constraints do not preclude the ecological relevance of the observed effects. Under field conditions, where food limitation and high larval densities may occur, exposure to B. thuringiensis could be extended through indirect pathways such as cannibalism, a transmission route previously demonstrated in tenebrionid beetles [25]. Such processes may contribute to sustained sublethal exposure and reinforce the persistence of chronic effects in natural populations. Consistent with this complexity, A. diaperinus exhibited pronounced intraspecific variability both within and among cohorts, reflecting the well-known resilience of tenebrionid beetles. Cohorts, defined here as individuals hatching within a 24–48 h oviposition window, showed marked developmental asynchrony despite standardized rearing conditions. Notably, within the same cohort and treatment, the interval between the first and last individuals reaching pupation extended up to 86 days (72 to 158 days), and younger cohorts occasionally pupated earlier than older ones. Across bioassays, this variability was expressed as contrasting developmental outcomes (additional information is provided in the Supplementary Materials) ranging from cases in which only control individuals completed development to adulthood, to others in which both control and LC30 larvae reached the adult stage, and, in some instances, survivors from all three treatments emerged as adults. When survival occurred across treatments, two distinct patterns were observed: either larval development converged toward control-like durations (LC50 ≈ LC30 ≈ control), or treated larvae required longer developmental times than controls (LC50 > LC30 > control). This high developmental plasticity, together with physiological traits characteristic of beetle larvae—such as an acidic midgut environment that may limit crystal solubilization and reduce Cry toxin activation [26,27]—likely contributes to the wide variability observed in survival and developmental endpoints. Importantly, even in cases where apparent developmental recovery was observed, sublethal effects persisted, as evidenced by delayed mortality patterns reflected in LT50 and LT90 estimates, underscoring the chronic nature of the effects detected. The reductions in larval weight, body area, and total protein and lipid content observed after 14 days of exposure may result from reduced nutrient intake and/or impaired nutrient absorption. Given the drastic reduction in LT50 observed in treated larvae, the LC30 and LC50 used here are best interpreted as chronic lethal concentrations. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 10 of 16 The depletion of protein and lipid reserves serves as a biochemical proxy for the energetic costs of surviving initial intoxication. While we recognize the absence of food consumption measurements or gut histology as a limitation, the significant reduction in these energydense macromolecules suggests a metabolic trade-off, where energy is diverted from growth toward detoxification or repair of intestinal damage. Nevertheless, although food consumption and frass production were not directly quantified in this study, we cannot rule out the possibility that larvae may have reduced their feeding activity. Similar patterns have been documented in other species. Sutherland et al., 2003 [28] reported that starvation in Epiphyas postvittana (Walker) (Lepidoptera: Tortricidae) larvae decreased midgut cell size without causing lysis, and that individuals fed a Cry1Ac diet showed a feeding recovery but ultimately reached a mean weight comparable to starved larvae. Likewise, Luong et al., 2018 [29] suggested that behavioral avoidance of the toxin contributed to the survival of Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) on Bt-expressing plants, and Berdegué et al., 1996 [30] demonstrated significant avoidance of Bt-treated diet by neonatal and third-instar Spodoptera exigua (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae), with larvae consuming substantially more control diet across CryIC treatments. Together, these findings support the possibility that reduced feeding—whether due to behavioral avoidance or physiological stress—may contribute to the nutritional depletion observed in our study. Although the specific molecular identity of the pesticidal proteins in INTA Mo4-4 is currently being elucidated via genomic sequencing, the localization of toxicity within the spore-crystal pellet aligns with the typical pathology of B. thuringiensis in coleopterans. The chronic effects observed here—reduced body mass and delayed mortality—suggest a disruption of midgut integrity. In Tenebrionidae, this usually involves the binding of Cry toxins to specific epithelial receptors, leading to septicemia or functional starvation [7,12,13]. In coleopteran insects, the mode of action of B. thuringiensis Cry toxins has been closely associated with specific midgut receptors, particularly cadherins. In A. diaperinus, Hua et al., 2014 identified the cadherin AdCad1 as a specific receptor for the Cry3Bb toxin in larval midgut cells [12]. Subsequently, Park et al., 2014 demonstrated that a fragment of the coleopteran cadherin DvCad1-CR8–10 synergistically enhances the toxicity of Cry3Aa, Cry3Bb, and Cry8Ca, highlighting the functional role of cadherin-mediated toxin binding in this species [7]. Although the present study did not directly investigate Bt–receptor interactions or cadherin involvement, these previously described mechanisms may contribute to, or be associated with, the biological effects observed here. In line with this mechanistic framework, the patterns observed in our study are also compatible with the well-documented disruption of the midgut epithelium caused by Bacillus thuringiensis Cry toxins, which can compromise digestive efficiency and lead to nutritional depletion. A substantial body of evidence supports this mechanism: Heckel 2020 [31] highlights pore formation in epithelial membranes as the primary cause of Cry-induced cytotoxicity, with ABC transporters and cadherins acting as key receptors whose disruption severely alters gut integrity. Consistently, Bowling et al., 2017 [32] reported clear signs of intoxication in Diabrotica virgifera virgifera LeConte (Coleoptera: Chrysomelidae) larvae exposed to various insecticidal proteins, including swelling and sloughing of enterocytes and constriction of midgut circular muscles. More recently, Ayra-Pardo et al., 2025 [33] showed that Cry1Ia-fed Rhynchophorus ferrugineus Olivier (Coleoptera: Curculionidae) larvae exhibited extensive midgut cell damage, impairment of digestion and nutrient absorption, and loss of the peritrophic membrane. Together, these studies provide a coherent physiological explanation for the nutritional depletion recorded in our bioassays. Within the framework of the standardized bioassay, LC30 and LC50 correspond to concentrations at which a substantial proportion of individuals survive the initial exposure https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 11 of 16 period, while delayed mortality is revealed only through extended monitoring. Under these conditions, approximately 70% and 50% of larvae survived the 14-day exposure to LC30 and LC50 , respectively, and only surviving individuals were subsequently followed. The limited acute mortality observed during exposure likely reflects individual variability in susceptibility and behavioral responses to B. thuringiensis, including transient reductions in feeding that may temporarily limit toxin ingestion. However, the pronounced, dosedependent reductions in LT50 values and the delayed mortality observed after transfer to a toxin-free diet indicate that initial sublethal exposure induces chronic physiological damage that is not fully expressed as acute mortality within standard short-term bioassays. Thus, these concentrations, while permitting survival during the initial 14-day assay, should be interpreted as chronic lethal doses due to the irreversible energetic and physiological damage sustained by the larvae. 4.1. Impact on Larval Growth and Metabolism The most significant sublethal effects observed were the severe reduction in larval weight and body area (Table 2) and the dramatic depletion of key macromolecular reserves (Table 4). The reduction in larval mass, which was proportional to the B. thuringiensis concentration, is a classic sign of intoxication by Cry proteins. Upon ingestion, Cry toxins cause pore formation in the midgut epithelial cells, disrupting osmotic balance and nutrient absorption [34,35]. The larvae likely compensated for this midgut damage and nutrient malabsorption by diverting limited energy resources away from somatic growth towards tissue repair, detoxification, and stress management, resulting in smaller body size. The analysis of macromolecular content reinforces this interpretation. Protein content experienced the most severe depletion, followed by lipids. Proteins are crucial for cellular maintenance, enzyme synthesis, and growth [36,37]. Their loss suggests severe tissue damage and/or a failure in synthesizing new proteins, possibly due to reduced energy input or direct Cry action on the gut [38]. The significant loss of lipids, one of the primary long-term energy reserves and an important contributor to insect immune function, indicates that larvae metabolized their reserves to fuel basic survival functions and repair gut damage [28,39]. Importantly, the observed reductions in protein and lipid content are consistent with metabolic stress and/or reduced nutrient intake but are not presented here as direct evidence of immune activation or gut repair processes. In A. diaperinus, total sugars and glycogen are rarely quantified, likely because they represent minor components relative to total proteins and lipids. Based on findings in other beetles where sugars are depleted during food deprivation [40,41], we hypothesize that larvae surviving 14 days of exposure may have experienced a combination of self-imposed fasting and/or impaired nutrient absorption. In our bioassays, no statistically significant differences were detected in total sugars or glycogen, likely due to high internal variability; nevertheless, trends were consistent with this physiological framework. These biochemical disruptions are highly correlated with the impaired larval growth [42] (Table 2). 4.2. Chronic Effects on Development and Fitness Despite the severe physiological stress, the duration of the larval stage did not change significantly (Table 2). This lack of developmental delay, despite being smaller and metabolically stressed, contrasts with studies in other insects [43,44] and suggests that the surviving A. diaperinus may have accelerated their development as a stress response to quickly exit the toxic environment. However, this rapid development came at a clear cost to overall fitness, as evidenced by the sharp, though statistically non-significant, decrease in pupation and adult emergence rates (Table 2). https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 12 of 16 The most striking long-term impact was the catastrophic reduction in survival time (Figure 1, Table 5). The LT50 for the LC50 group was reduced from over 116 days to just 4 days, indicating that the chronic physiological damage sustained was severe enough to drastically shorten the life expectancy of the surviving population. This finding underscores the concept that sublethal exposure can act as a delayed mortality factor, a highly effective result in pest control where persistent suppression is key [45–47]. 4.3. Gender-Specific Responses Females of A. diaperinus tend to have larger body size than males, an advantage for tolerating desiccation [48]. The absence of significant differences in final pupal and adult body size suggests that survivors achieved a final size similar to the control group, potentially through compensatory growth. However, Table 3 hints at subtle gender-specific responses. While not statistically significant, female pupal and adult sizes trended slightly higher in the LC30 group. This phenomenon, where females exhibit a positive size trend under mild stress, may be related to sex-specific resource allocation for egg production [49,50]. 4.4. Deformations by B. thuringiensis Several cases of deformities induced by B. thuringiensis have been reported in species such as Drosophila melanogaster Meigen (Diptera: Drosophilidae) [51], Galleria mellonella (Linnaeus) (Lepidoptera: Pyralidae) [52] and Anastrepha fraterculus (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) [53]. To the best of our knowledge, no reports have documented deformities in beetles associated with B. thuringiensis exposure. After extensive bioassays with INTA Mo4-4, we found no macroscopic evidence of teratogenic effects in A. diaperinus. Notably, developmental damage was occasionally observed in control specimens during molting, a physiologically stressful phase. Although alterations at the cellular level may occur—as revealed by micro-CT in Aedes aegypti (Linnaeus) (Diptera: Culicidae) [54]—our conclusions are limited to the absence of macroscopic deformities. 4.5. Implications for Pest Management The results from this study confirm that the B. thuringiensis INTA Mo4-4 strain has significant potential for A. diaperinus control through both acute toxicity and potent sublethal effects. Exposure to LC30 and LC50 concentrations leads to: reduced larval growth affecting subsequent reproductive capacity; severe metabolic stress compromising long-term survival; and delayed yet high mortality. These sublethal effects are highly relevant to field conditions in poultry houses, where uneven application may result in larvae consuming non-lethal doses. The chronic toxicity observed suggests that B. thuringiensis applications do not need to achieve 100% mortality to be highly effective; instead, they function as potent growth and fitness suppressors. Incorporating INTA Mo4-4 into an IPM program could therefore offer sustained pest suppression by reducing the next generation’s population size and overall lifespan. 5. Conclusions Initial sublethal exposure to Bacillus thuringiensis INTA Mo4-4 induced profound and persistent physiological stress in Alphitobius diaperinus, with consequences extending far beyond the initial exposure period. Larvae that survived the 14-day sublethal bioassays exhibited marked reductions in body size, weight, and key macromolecular reserves, particularly proteins and lipids, indicating severe impairment of growth and metabolic homeostasis. These alterations reflect a state of chronic toxicity that likely compromises the ability of individuals to cope with subsequent environmental challenges and may negatively affect future reproductive performance. https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 13 of 16 These effects were supported by statistically significant differences detected at multiple biological levels. Significant reductions in larval area and weight were observed when comparing both sublethal treatments (LC30 and LC50 ) with controls. In terms of survival, the overall survival analysis revealed a significant effect of treatment, and subsequent pairwise comparisons showed significant differences between all treatment combinations (control vs. LC30 , control vs. LC50 , and LC50 vs. LC30 ). In addition, the nutritional composition of A. diaperinus larvae differed significantly between controls and both treatments after 14 days of dietary exposure, specifically in the total individual content of proteins and lipids. Importantly, the physiological damage sustained during sublethal exposure translated into pronounced delayed mortality, as evidenced by the drastic reduction in LT50 and LT90 values even after larvae were transferred to an uncontaminated diet. This demonstrates that initial sublethal doses of B. thuringiensis can act as a powerful delayed-lethal factor, substantially shortening lifespan and reducing population persistence despite apparent short-term survival or partial developmental recovery. Collectively, our results show that B. thuringiensis INTA Mo4-4 exerts its insecticidal activity against A. diaperinus not only through direct lethality but also through sustained chronic sublethal effects that disrupt growth, metabolism, survival, and overall fitness across the life cycle. Although the present study does not include molecular or proteomic characterization of individual Cry, Cyt, Vip, or Vpa/Vpb proteins and therefore does not aim to dissect the specific mechanisms of action of B. thuringiensis in coleopterans, our interpretation—grounded in previous reports and consistent with the entomological scope of this work—supports two non-exclusive hypotheses, namely larval self-imposed starvation as a survival strategy and Bt-induced midgut damage, and leaves no doubt that B. thuringiensis INTA Mo4-4 induces chronic toxicity and delayed mortality. From an applied perspective, these characteristics make INTA Mo4-4 a strong candidate for the biocontrol of beetle pests, either as a standalone tool or as part of an integrated pest management program. The ability to suppress populations through chronic toxicity and delayed mortality is particularly relevant under field conditions, where exposure to nonlethal doses is common. While the molecular identification of its pesticidal proteins is currently underway, the consistent and long-term impact on A. diaperinus development and survival reported here validates this strain as a solid biocontrol agent for the development of sustainable insecticides. Supplementary Materials: The following supporting information can be downloaded at: https: //www.mdpi.com/article/10.3390/insects17020213/s1, Table S1: Individual larval weight; Table S2: Individual larval area; Table S3: Individual larval and pupal stage duration; Table S4: Pupae and adults area and weight; Table S5: Global survival analysis. Author Contributions: Conceptualization, G.I.A. and D.H.S.; methodology, G.I.A., L.C. and D.H.S.; software, G.I.A., L.C. and D.H.S.; validation, G.I.A., L.C. and D.H.S.; formal analysis, G.I.A., L.C. and D.H.S.; investigation, G.I.A., L.C. and D.H.S.; resources, D.H.S.; data curation, G.I.A., L.C. and D.H.S.; writing—original draft preparation G.I.A.; writing—review and editing, D.H.S.; visualization, G.I.A., L.C. and D.H.S.; supervision, D.H.S.; project administration, D.H.S.; funding acquisition, D.H.S. All authors have read and agreed to the published version of the manuscript. Funding: This research was funded by INTA 2023-PD-L06-I116. Data Availability Statement: Data are contained within the article. Acknowledgments: SENASA, and especially Laura Maly, is gratefully acknowledged for her constant support and for granting the flexibility needed to pursue scientific training. Gabriela Artave is warmly thanked for her continued support in covering work responsibilities, which enabled the completion of experimental work and data analysis. IMYZA and its Director, Mariana Viscarret, are acknowledged for institutional support and encouragement. Melisa Perez is acknowledged for laying https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 14 of 16 the foundations of this research through her previous work. Marcelo Berretta is thanked for donating the glycogen used to generate the standard curve in larvae. The laboratory members Leila Ortiz, José Niz, Maximiliano Torres and Augusto Salas are gratefully acknowledged for their valuable assistance and support throughout this work. Conflicts of Interest: The authors declare no conflicts of interest. Abbreviations The following abbreviations are used in this manuscript: LC LT IPM Lethal Concentration Lethal Time Integrated Pest Management References 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. Panzer, G.W.F. Faunae Insectorum Germanicae Initia Oder Deutschlands Insecten; In den Felseckerschen Buchhandlung: Nürnberg, Germany, 1793; Volume 37, pp. 1–60. Goodwin, M.A.; Waltman, W.D. Transmission of Eimeria, Viruses, and Bacteria to Chicks: Darkling Beetles (Alphitobius diaperinus) as Vectors of Pathogens. J. Appl. Poult. Res. 1996, 5, 51–55. [CrossRef] [PubMed] Tufan-Cetin, O.; Cetin, H.A. Review of Biological and Sustainable Management Approaches for Alphitobius diaperinus, a Major Pest in Poultry Facilities. Vet. Sci. 2025, 12, 158. [CrossRef] [PubMed] Sammarco, B.C.; Hinkle, N.C.; Crossley, M.S. 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MDPI and/or the editor(s) disclaim responsibility for any injury to people or property resulting from any ideas, methods, instructions or products referred to in the content. https://doi.org/10.3390/insects17020213 � https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/fb38494a635d76480351373167ac06aa.pdf cff085bcf9f99bb6e72c28460755f4b8 PDF Text Text Supplementary Information Table S1: Individual larval weight Bioassay date Treatment Mean Standard individual larval deviation larval weight Average Coefficient of variation weight + (n) December 5–19, 2023 CONTROL 0.41 (48) 0.28 (48) 0.37 (48) 0.42 (48) 0.37 0.25 January 17-31, 2024 0.28 (48) 0.23 (36) 0.24 (48) January 27–February 10, 2024 0.24 (48) December 5–19, 2023 0.22 (48) 0.18 (48) 0.17 (34) January 1–15, 2024 January 17-31, 2024 January 27–February 10, 2024 LC30 December 5–19, 2023 January 1–15, 2024 LC50 January 1–15, 2024 January 17-31, 2024 0.06 16.80 0.02 0.20 8.24 0.02 11.90 0.21 (48) January 27–February 10, 2024 Table S2: Individual larval area Bioassay date + n per treatment Individual larval area CONTROL December 5–19, 2023 0.023 0.013 0.014 0.007 0.014 0.007 0.017 0.010 0.007 0.010 0.006 0.007 0.011 0.018 0.008 0.010 0.010 0.008 0.010 0.012 0.010 0.012 0.011 0.007 0.014 0.015 0.008 0.006 0.008 0.008 0.010 0.023 0.008 0.009 0.008 0.007 0.008 0.008 0.012 0.018 0.010 0.009 0.010 0.011 0.007 0.013 0.007 0.008 0.013 0.014 0.013 0.011 0.008 0.010 0.006 0.016 0.007 0.012 0.011 0.007 0.010 0.009 0.008 0.009 0.011 0.005 0.020 0.020 0.012 0.009 0.012 0.008 n CONTROL = 48 n LC30 = 48 n LC50 = 48 Insects 2026, 17, 213 Individual larval area Individual larval LC30 area LC50 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 2 of 19 January 1–15, 2024 n CONTROL = 48 n LC30 = 36 n LC50 = 48 January 17-31, 2024 n CONTROL = 48 n LC30 = 48 n LC50 = 34 0.007 0.022 0.009 0.014 0.014 0.011 0.008 0.011 0.011 0.009 0.012 0.017 0.013 0.016 0.013 0.015 0.008 0.005 0.010 0.018 0.009 0.008 0.007 0.008 0.012 0.022 0.011 0.008 0.008 0.009 0.014 0.016 0.008 0.009 0.006 0.008 0.018 0.014 0.010 0.007 0.012 0.007 0.009 0.018 0.008 0.007 0.009 0.010 0.013 0.013 0.008 0.006 0.011 0.006 0.013 0.009 0.011 0.009 0.009 0.010 0.012 0.014 0.013 0.005 0.017 0.013 0.017 0.014 0.009 0.006 0.013 0.006 0.017 0.009 0.009 0.008 0.010 0.007 0.011 0.011 0.013 0.011 0.011 0.006 0.009 0.006 0.013 0.010 0.008 0.005 0.008 0.010 0.004 0.006 0.010 0.005 0.007 0.008 0.010 0.011 0.014 0.006 0.018 0.007 0.009 0.011 0.009 0.006 0.014 0.012 0.010 0.010 0.006 0.005 0.023 0.007 0.007 0.006 0.008 0.006 0.014 0.008 0.011 0.006 0.011 0.006 0.018 0.009 0.006 0.005 0.013 0.005 0.008 0.005 0.016 0.011 0.010 0.006 0.012 0.010 0.006 0.006 0.009 0.005 0.013 0.013 0.006 0.010 0.008 0.007 0.010 0.008 0.015 0.006 0.009 0.003 0.007 0.011 0.011 0.010 0.004 0.005 0.009 0.010 0.008 0.008 0.009 0.005 0.012 0.013 0.012 0.007 0.011 0.005 0.013 0.009 0.007 0.007 0.008 0.007 0.007 0.008 0.008 0.006 0.017 0.008 0.005 0.005 0.008 0.012 0.011 0.004 0.010 0.010 0.006 0.006 0.011 0.014 0.006 0.003 0.010 0.012 0.008 0.004 0.015 0.011 0.007 0.007 0.009 0.005 0.010 0.014 0.01 0.008 0.006 0.004 0.016 0.016 0.011 0.011 0.005 0.006 0.018 0.009 0.011 0.014 0.006 0.012 0.012 0.011 0.003 0.013 0.006 0.006 0.007 0.008 0.006 0.005 0.007 0.006 0.012 0.013 0.006 0.004 0.007 0.005 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 3 of 19 0.005 0.005 0.018 0.011 0.016 0.009 0.012 0.016 0.009 0.01 0.009 0.006 0.018 0.018 0.01 0.005 0.009 0.004 0.012 0.015 0.007 0.006 0.007 0.009 0.007 0.017 0.006 0.005 0.006 0.011 0.011 0.013 0.007 0.013 0.005 0.004 0.012 0.008 0.004 0.013 0.008 0.007 0.011 0.012 0.011 0.007 0.007 0.005 0.009 0.012 0.008 0.009 0.007 0.008 0.010 0.008 0.009 0.01 0.009 0.004 0.009 0.010 0.009 0.011 0.017 0.008 0.007 0.009 0.025 0.011 0.013 0.008 0.009 0.013 0.014 0.007 0.013 0.015 0.008 0.01 0.011 0.006 0.01 0.011 0.006 0.005 0.004 0.003 0.023 0.013 0.013 0.013 0.008 0.005 0.012 0.011 0.012 0.005 0.010 0.007 0.013 0.019 0.008 0.012 0.006 0.008 n LC30 = 48 0.009 0.020 0.013 0.012 0.006 0.014 n LC50 = 48 0.009 0.017 0.009 0.009 0.004 0.010 0.014 0.012 0.011 0.006 0.006 0.011 0.014 0.014 0.012 0.012 0.008 0.007 0.007 0.013 0.017 0.006 0.012 0.006 0.017 0.016 0.009 0.011 0.010 0.009 0.015 0.011 0.019 0.010 0.008 0.007 0.017 0.011 0.012 0.013 0.018 0.005 0.013 0.011 0.011 0.015 0.007 0.011 0.019 0.022 0.014 0.008 0.006 0.010 0.012 0.022 0.006 0.014 0.010 0.013 0.010 0.014 0.004 0.013 0.012 0.007 0.018 0.013 0.010 0.014 0.011 0.009 0.010 0.012 0.011 0.010 0.013 0.007 0.021 0.013 0.005 0.007 0.012 0.014 0.013 0.015 0.012 0.009 0.013 0.010 0.014 0.016 0.009 0.008 0.010 0.007 0.013 0.015 0.014 0.009 0.013 0.012 0.009 0.012 0.015 0.008 0.011 0.011 0.022 0.014 0.007 0.010 0.004 0.008 0.017 0.025 0.011 0.010 0.019 0.009 January 27–February 10, 2024 n CONTROL = 48 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 4 of 19 Table S3: Individual larval and pupal stage duration Treatment Bioassay date Days to pupation Days to pupation Pupal stage dura- from sublethal from egg hatching tion treatments CONTROL December 5–19, 71 96 89 114 5 7 2023 n=2-2-2 January 1–15, 87 105 5 2024 n=1-1-1 January 17-31, 61 61 79 79 5 7 2024 54 75 72 93 7 3 n=39-39-39 78 54 96 72 6 7 61 78 79 96 5 6 102 61 120 79 5 5 84 54 102 72 7 7 86 78 104 96 8 6 84 96 102 114 7 6 107 94 125 112 4 6 84 78 102 96 7 6 78 75 96 93 6 7 94 78 112 96 6 6 61 89 79 107 7 7 96 75 114 93 8 3 78 54 96 72 6 7 63 61 81 79 7 7 84 94 102 112 7 8 61 54 79 72 7 7 78 98 96 116 8 7 7 79 61 January 27–Feb- 51 51 69 69 2 7 ruary 10, 2024 74 88 92 106 7 nd n=64-64-53 58 51 76 69 7 7 74 53 92 71 7 nd 51 44 69 62 5 2 74 56 92 74 7 nd 58 53 76 71 7 nd 51 44 69 62 nd 6 51 51 69 69 5 1 51 44 69 62 7 6 51 53 69 71 7 nd https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 5 of 19 LC30 December 5–19, 44 104 62 122 7 4 51 68 69 86 7 6 65 53 83 71 7 nd 68 68 86 86 8 4 51 68 69 86 1 6 51 68 69 86 7 6 53 113 71 131 nd 3 68 81 86 99 6 7 51 53 69 71 2 nd 51 51 69 69 7 1 58 76 76 94 7 8 53 51 71 69 nd 2 104 51 122 69 9 5 68 68 86 86 6 6 90 51 108 69 7 7 51 51 69 69 7 7 74 51 92 69 7 1 65 62 83 80 7 3 53 51 71 69 nd 2 56 51 74 69 7 7 62 51 80 69 6 1 NO NO NO 2023 n=0-0-0 January 1–15, 95 85 113 103 6 7 January 17-31, 98 61 116 79 9 5 2024 78 114 96 132 6 4 n=21-21-21 86 96 104 114 8 6 54 133 72 151 7 7 86 78 104 96 8 6 91 94 109 112 7 6 98 78 116 96 7 6 78 107 96 125 6 7 118 98 136 116 7 6 107 133 125 151 7 7 2024 n=2-2-2 7 158 140 January 27–Feb- 51 68 69 86 7 4 ruary 10, 2024 68 62 86 80 6 3 n=48-48-42 81 53 99 71 7 nd 53 58 71 76 nd 7 74 74 92 92 7 7 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 6 of 19 LC50 December 5–19, 62 51 80 69 3 7 51 74 69 92 7 5 51 62 69 80 7 6 62 62 80 80 3 6 62 53 80 71 6 dead 51 79 69 97 7 7 81 53 99 71 7 nd 58 56 76 74 7 nd 58 58 76 76 7 7 56 58 74 76 nd 7 62 68 80 86 3 6 74 51 92 69 7 7 65 68 83 86 9 6 62 51 80 69 3 7 68 97 86 115 6 7 62 68 80 86 3 6 68 74 86 92 4 7 68 58 86 76 6 7 65 51 83 69 7 1 NO NO NO NO NO NO 2023 n=0-0-0 January 1–15, 2024 n=0-0-0 January 17-31, 133 107 151 125 7 7 2024 78 98 96 116 8 9 n=5-5-5 107 125 7 January 27–Feb- 51 84 69 102 5 6 ruary 10, 2024 74 51 92 69 7 7 n=23-23-21 58 51 76 69 7 2 51 51 69 69 7 7 62 51 80 69 6 7 81 58 99 76 7 7 68 53 86 71 6 nd 68 53 86 71 6 5 68 53 86 71 6 nd 81 51 99 69 7 7 62 51 80 69 6 7 65 83 7 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 7 of 19 Table S4: Pupae and adults area and weight Treatment Bioassay Gender Pupal area Pupal Adult area Adult (mm2) weight (mg) (mm2) weight (mg) nd nd nd 8.70 8.42 January 17- nd 11.10 13.69 11.90 12.70 31, 2024 M 5.90 6.97 6.50 6.36 n=24-34-34- nd 9.60 8.79 9.60 8.08 33-33 M 7.40 7.04 7.30 6.22 M 10.20 11.80 9.30 9.77 F 9.70 11.72 11.40 10.16 M 8.70 9.57 9.30 8.56 M 9.30 9.55 9.90 8.81 M 8.40 8.37 8.90 7.59 M 8.20 9.53 8.40 8.50 F 13.50 15.20 13.20 12.68 nd 13.50 14.49 11.90 10.63 M 7.50 7.68 7.00 6.66 F 10.20 12.62 10.40 11.42 nd 9.20 8.86 10.70 10.80 F 10.40 11.72 9.50 8.61 nd 9.40 9.51 8.80 8.07 F 7.60 9.09 10.00 8.87 nd 9.90 9.81 12.90 13.10 F 11.20 14.63 8.30 7.99 F 7.20 8.76 10.80 8.97 nd 9.90 9.69 8.10 7.60 F 8.40 8.18 8.00 6.58 M 7.30 7.55 8.80 6.98 M 8.10 7.86 7.80 7.51 F 7.90 8.43 11.00 10.32 F 11.60 11.50 6.60 6.44 M 6.20 7.63 10.60 10.22 F 9.90 11.72 10.40 10.75 F 10.80 11.65 10.90 9.48 nd 10.40 10.13 8.30 6.08 M 7.70 7.00 11.40 10.25 nd 10.20 11.64 10.00 9.09 nd 10.40 10.50 nd nd date CONTROL January 1– 15, 2024 n=0-0-0-1-1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 8 of 19 January 27– nd 9.20 9.63 9.90 8.74 February 10, M 9.90 12.23 10.50 9.87 2024 nd 10.90 11.03 10.20 9.84 n=21-53-53- F 10.40 12.21 10.50 10.83 46-46 nd 11.10 10.95 11.50 9.60 F 10.70 13.27 12.10 11.92 nd 10.50 12.14 10.80 10.99 nd 11.90 13.54 11.30 11.51 nd 10.60 11.74 11.90 10.31 nd 11.10 11.77 10.20 10.14 nd 14.80 19.39 15.10 16.75 nd 14.00 14.86 12.90 13.00 M 12.00 15.47 11.80 12.91 F 8.80 10.18 9.50 8.78 nd 12.20 11.31 12.10 11.71 nd 11.50 14.12 11.20 10.02 M 9.40 10.71 10.40 10.85 nd 10.00 11.63 10.60 10.19 nd 11.80 12.17 11.50 13.55 nd 14.40 16.55 12.10 11.77 nd 12.50 13.44 8.30 7.46 M 7.40 7.25 12.10 11.99 F 10.70 13.34 12.40 11.14 F 8.00 8.49 10.70 11.28 nd 12.70 14.15 8.20 6.51 M 12.00 13.10 12.90 15.00 M 10.90 12.56 9.20 6.97 nd 11.50 11.84 11.80 12.00 nd 10.70 11.52 13.70 12.51 M 8.10 7.16 10.50 11.00 nd 14.90 17.59 15.40 14.90 F 9.30 10.42 11.30 12.14 nd 12.20 13.92 13.10 14.18 nd 13.20 17.87 10.40 10.20 nd 7.70 7.89 11.80 10.83 nd 11.70 13.17 9.60 7.76 nd 10.80 10.23 10.40 10.54 M 7.00 6.85 11.70 9.75 F 11.10 12.76 10.60 10.12 nd 10.90 10.52 12.20 13.00 F 11.50 16.46 14.40 16.13 F 10.40 13.74 9.70 8.25 F 14.80 17.83 10.60 10.42 F 9.50 11.18 11.90 11.49 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 9 of 19 LC30 nd 13.70 14.67 10.20 9.36 M 9.20 9.43 9.90 9.51 nd 10.70 11.27 nd nd nd 10.30 12.03 nd nd F 9.60 11.59 nd nd nd 12.90 14.06 nd nd nd 15.30 17.53 nd nd nd 11.20 13.13 nd nd nd 10.90 10.55 nd nd January 1– F 9.60 11.03 9.90 10.31 15, 2024 nd 9.80 11.07 8.60 9.59 January 17- M 6.90 6.04 6.70 4.51 31, 2024 M 7.20 6.29 6.80 5.62 n=14-16-16- M 8.20 8.87 8.60 7.10 15-15 M 9.50 9.73 9.20 8.32 F 9.20 10.35 9.50 9.40 nd 9.40 9.83 9.00 9.00 F 8.80 9.77 8.90 8.86 M 5.70 4.44 4.90 3.47 nd 8.60 7.65 8.50 7.01 F 9.50 9.03 9.30 8.53 M 8.30 9.79 10.40 10.37 F 8.90 11.21 10.90 8.90 M 8.90 9.69 7.70 7.32 F 7.90 8.11 8.00 6.87 F 8.60 8.25 9.70 9.44 F 9.40 10.94 nd nd January 27– nd nd nd 12.60 11.62 February 10, nd 11.20 13.83 15.10 14.45 2024 F 13.50 16.98 10.10 7.29 n=22-41-41- M 8.50 8.87 10.70 12.34 42-42 nd 13.10 14.78 9.70 9.60 M 13.70 15.00 14.30 14.90 nd 14.70 16.73 12.80 13.70 nd 12.60 15.06 12.20 11.70 M 7.80 9.00 9.90 8.20 nd 12.30 13.55 13.00 11.60 F 13.30 19.76 16.00 16.71 nd 12.60 14.37 11.40 12.80 nd 9.00 9.96 9.00 8.75 nd 13.00 15.42 15.50 17.12 F 15.00 14.93 13.70 12.90 F 11.80 17.79 14.10 15.02 n=1-2-2-2-2 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 10 of 19 LC50 M 9.30 9.64 10.60 11.32 M 9.70 10.43 8.40 8.42 M 12.00 13.81 11.40 12.19 F 9.30 11.11 10.50 8.94 M 8.70 10.17 11.00 11.02 nd 10.00 9.92 9.90 10.19 nd 9.70 10.77 10.00 8.94 F 8.80 10.21 8.80 8.82 nd 11.00 12.24 9.60 9.06 M 8.60 9.62 9.10 9.08 F 9.60 11.82 10.50 10.07 F 12.30 13.20 8.80 8.48 nd 12.70 14.61 10.90 10.66 F 10.20 12.73 12.90 12.45 nd 12.10 14.27 10.60 10.45 nd 8.00 7.62 12.70 15.10 nd 11.70 17.43 11.30 11.49 nd 11.50 13.25 11.80 14.85 F 13.30 17.00 12.80 12.62 nd 14.00 14.60 13.10 13.75 F 12.40 15.82 10.30 10.61 nd 11.30 11.93 7.70 5.98 M 7.70 6.90 10.30 10.37 M 10.60 12.72 13.40 13.33 F 13.20 15.28 10.90 10.34 nd 9.90 12.00 10.60 9.57 NO NO NO NO NO January 17- M 6.60 7.54 7.40 6.59 31, 2024 M 7.60 7.91 6.90 6.92 n=4-4-4-4-4 M 8.70 8.55 8.20 7.17 M 8.30 8.46 9.30 7.14 January 27– nd 9.10 9.33 9.30 8.13 February 10, M 8.20 8.50 8.80 7.52 2024 nd 11.10 14.37 12.30 12.43 n=9-22-22- nd 12.60 14.44 13.50 12.52 19-19 F 9.70 9.63 7.80 9.00 F 9.20 9.27 8.90 8.34 F 12.40 13.68 11.30 12.41 M 12.70 12.29 10.30 10.65 M 9.00 9.65 8.90 5.67 F 11.90 13.05 11.30 11.25 M 12.50 14.09 12.70 12.21 January 1– 15, 2024 n=0-0-0 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 11 of 19 nd 12.60 14.35 7.40 6.50 nd 8.00 7.16 14.60 14.31 nd 14.80 17.22 11.10 11.95 nd 12.50 13.20 10.70 12.68 nd 12.20 14.78 9.50 9.83 nd 13.00 15.23 14.90 15.77 nd 10.20 11.12 14.90 15.22 nd 11.90 13.88 12.40 13.82 nd 14.60 18.46 nd nd nd 15.30 17.18 nd nd F 13.50 16.10 nd nd Table S5: Global survival analysis Treatment Bioassay Survival (days) Censorship code date CONTROL December 33 14 1 1 5–19, 2023 19 26 1 1 n=48 140 5 1 1 21 21 1 1 21 1 1 1 23 1 1 1 19 28 1 1 1 1 1 1 40 28 1 1 40 168 1 1 19 1 1 1 28 35 1 1 30 1 1 1 37 28 1 1 19 35 1 1 35 16 1 1 26 14 1 1 19 14 1 1 33 1 1 1 37 37 1 1 19 19 1 1 28 19 1 1 21 16 1 1 14 9 1 1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 12 of 19 January 1– 10 13 1 1 15, 2024 10 10 1 1 n=13 6 24 1 1 13 154 1 1 20 10 1 1 13 13 1 1 1 13 January 17- 165 122 1 1 31, 2024 165 165 1 1 n=48 122 122 1 1 165 8 1 1 1 97 1 0 122 165 1 1 122 165 1 1 125 165 1 1 6 165 1 1 122 138 1 1 165 165 1 1 122 165 1 1 1 165 1 1 1 165 1 1 122 165 1 1 122 165 1 1 165 1 1 1 122 8 1 1 122 174 1 1 125 174 1 1 122 1 1 1 125 174 1 1 122 380 1 1 125 477 1 1 January 27– 3 36 1 0 February 36 36 0 0 10, 2024 12 43 1 0 n=127 5 36 1 0 36 115 0 1 97 36 0 0 112 115 1 1 36 155 0 1 122 155 1 1 36 155 0 1 112 155 1 1 122 36 1 0 36 36 0 0 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 13 of 19 36 155 0 1 112 155 1 1 36 155 0 1 36 155 0 1 122 164 1 1 79 36 0 0 36 43 0 0 36 115 0 0 122 5 1 1 122 112 1 1 36 115 0 1 128 78 1 0 36 36 0 0 5 36 1 0 36 36 0 0 155 3 1 1 80 78 1 0 112 112 1 1 36 3 0 1 36 3 0 1 5 164 1 1 112 5 1 1 36 50 0 1 155 36 1 0 36 164 0 1 155 316 1 1 155 36 1 0 78 50 1 1 5 370 1 1 3 36 1 0 93 449 1 1 155 36 1 0 78 449 0 1 155 36 1 0 8 457 1 1 36 457 0 1 155 36 1 0 78 483 0 1 155 87 1 0 155 492 1 1 112 492 1 1 112 80 1 1 155 492 1 1 36 36 0 0 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 14 of 19 155 36 1 0 36 36 0 0 112 36 1 0 155 492 1 1 3 521 1 1 36 36 0 0 0 36 LC30 December 23 14 1 1 5–19, 2023 26 26 1 1 n=48 12 12 1 1 30 1 1 1 5 19 1 1 19 12 1 1 12 35 1 1 1 12 1 1 5 16 1 1 21 16 1 1 21 12 1 1 19 19 1 1 14 1 1 1 16 19 1 1 1 33 1 1 35 12 1 1 21 5 1 1 21 23 1 1 16 23 1 1 14 19 1 1 28 19 1 1 14 21 1 1 19 1 1 1 21 16 1 1 January 1– 1 3 1 1 15, 2024 1 3 1 1 n=37 1 10 1 1 1 6 1 1 1 6 1 1 1 3 1 1 1 148 1 1 1 13 1 1 1 6 1 1 1 13 1 1 1 8 1 1 1 154 1 1 3 13 1 1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 15 of 19 6 3 1 1 15 3 1 1 10 7 1 1 3 7 1 1 6 8 1 1 1 3 January 17- 1 1 1 1 31, 2024 125 1 1 1 n=48 122 182 1 1 122 165 1 1 1 1 1 1 4 4 1 1 132 165 1 1 6 6 1 1 122 379 1 1 122 6 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 125 8 1 1 122 122 1 0 132 8 1 1 122 125 1 1 125 152 1 1 165 152 1 0 11 11 1 1 1 39 1 1 4 4 1 1 125 1 1 1 152 1 1 1 January 27– 2 12 1 1 February 4 154 1 1 10, 2024 115 115 0 1 n=96 4 18 1 1 112 4 1 1 4 4 1 1 2 4 1 1 112 4 1 1 122 115 1 1 4 115 1 1 112 4 1 1 122 154 1 1 122 36 1 0 36 2 0 1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 16 of 19 LC50 36 164 0 1 122 164 1 1 2 36 1 0 36 164 0 1 4 4 1 1 122 384 1 1 4 56 1 1 112 384 1 1 122 384 1 1 122 36 1 0 2 420 1 1 122 4 1 1 122 457 1 1 128 4 1 1 2 115 1 1 28 483 1 1 154 500 1 1 36 77 0 0 112 507 1 1 112 2 1 1 154 507 1 1 2 2 1 1 112 82 1 0 4 4 1 1 154 4 1 1 28 4 1 1 112 2 1 1 4 511 1 1 36 511 0 1 154 4 1 1 2 2 1 1 4 4 1 1 154 521 1 1 2 4 1 1 December 1 12 1 1 5–19, 2023 1 5 1 1 n=48 14 1 1 1 33 21 1 1 1 12 1 1 23 14 1 1 1 26 1 1 1 5 1 1 14 12 1 1 1 33 1 1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 17 of 19 12 21 1 1 21 9 1 1 23 23 1 1 12 12 1 1 1 26 1 1 26 28 1 1 19 5 1 1 1 1 1 1 5 5 1 1 1 1 1 1 19 26 1 1 12 23 1 1 19 1 1 1 5 28 1 1 January 1– 3 1 1 1 15, 2024 3 1 1 1 n=48 3 1 1 1 3 1 1 1 6 1 1 1 6 1 1 1 6 1 1 1 3 1 1 1 10 1 1 1 49 1 1 1 122 1 1 1 6 1 1 1 10 1 1 1 8 1 1 1 10 1 1 1 3 1 1 1 8 1 1 1 8 1 1 1 8 1 1 1 13 1 1 1 8 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 January 17- 1 1 1 1 31, 2024 1 4 1 1 n=34 1 1 1 1 4 4 1 1 152 1 1 1 125 1 1 1 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 18 of 19 132 1 1 1 4 22 1 1 28 138 1 1 11 4 1 1 1 1 1 1 1 138 1 1 6 6 1 1 6 4 1 1 4 4 1 1 4 4 1 1 39 1 1 1 January 27– 2 2 1 1 February 28 2 1 1 10, 2024 115 2 1 1 n=80 2 4 1 1 2 4 1 1 4 36 1 0 36 2 0 1 7 2 1 1 4 2 1 1 2 4 1 1 112 2 1 1 36 66 0 1 4 2 1 1 2 154 1 1 18 77 1 0 2 154 1 1 122 154 1 1 4 2 1 1 4 2 1 1 4 36 1 0 4 12 1 1 122 4 1 1 2 154 1 1 2 154 1 1 112 36 1 0 12 2 1 1 2 4 1 1 163 115 1 1 4 154 1 1 4 4 1 1 12 115 1 1 383 115 1 1 4 36 1 0 https://doi.org/10.3390/insects17020213 �Insects 2026, 17, 213 19 of 19 483 7 1 1 8 36 1 0 36 154 0 1 4 507 1 1 2 36 1 0 77 521 1 1 154 2 1 1 Abbreviations nd = no data F = female M = male Disclaimer/Publisher’s Note: The statements, opinions and data contained in all publications are solely those of the individual author(s) and contributor(s) and not of MDPI and/or the editor(s). MDPI and/or the editor(s) disclaim responsibility for any injury to people or property resulting from any ideas, methods, instructions or products referred to in the content. https://doi.org/10.3390/insects17020213 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Trabajos, Tesis, Tesinas Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Initial Sublethal Exposure to an Argentine <em>Bacillus thuringiensis</em> Strain Induces Chronic Toxicity and Delayed Mortality in <em>Alphitobius diaperinus </em>(Coleoptera: Tenebrionidae) Creator An entity primarily responsible for making the resource Antonuccio, Gisele Sauka, Diego Candás, Lucas Source A related resource from which the described resource is derived Publicado en <em>Insects</em> (2026) 17 (2) 213 Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2026 Language A language of the resource En Type The nature or genre of the resource Artículo Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0201 - B.S. supl. Abstract A summary of the resource. En este trabajo, evaluamos los efectos subletales iniciales de una cepa argentina de Bacillus thuringiensis en larvas de Alphitobius diaperinus tras 14 días de exposición dietética y realizamos un seguimiento de los insectos a lo largo de su ciclo de vida para evaluar la toxicidad crónica. Control de Plagas https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/82ad2ce2857065a0eb185534519f324e.pdf 0515d8d7d97451523ace3e5824d30063 PDF Text Text GUÍA Bienestar animal en la producción ovina Material de capacitación para veterinarios acreditados en pequeños rumiantes �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Programa Nacional de Bienestar Animal Programa Nacional de Enfermedades de los Pequeños Rumiantes Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2026 �Contenido Introducción 4 Objetivo 4 Definición 4 Importancia 5 Normativa Nacional 7 Resolución Senasa N.° 1697/2019 7 Agua y alimento 7 Sanidad animal 8 Ambiente, instalaciones y equipos 9 Maniobras zootécnicas dolorosas 11 Personal 11 Manejo de los animales y prohibiciones 11 Transporte 13 Resolución Senasa N.° 723/2025 14 Resolución Senasa N.° 924/2020 15 Resolución Senasa N.° 329/2017 16 Corrales 16 Normativa internacional 18 Bienestar animal durante la esquila 20 Contacto 21 GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 3 �Introducción El bienestar animal (BA) es un área de estudio compleja y multidisciplinaria en la que intervienen aspectos científicos, éticos, legales, económicos, políticos, culturales, sociales y religiosos. En las últimas décadas, se ha evidenciado un interés creciente por esta temática a nivel mundial, donde consumidores prestan especial atención al trato que reciben los animales (tanto en general como en aquellos criados para la producción), además, muchos productores lo consideran una parte esencial para elevar la calidad de sus productos. Este concepto no se trata de un requisito más que se debe cumplir por imposición de los mercados, sino de una herramienta complementaria dentro de las cadenas de valor que tiene como fin promover la calidad e inocuidad de los productos, así como el trato ético hacia los animales. Por tal motivo, el BA debe cuidarse de manera integral a lo largo de la cadena pecuaria para minimizar los problemas, salvaguardar la inversión y propiciar el desarrollo sostenible de cada actividad, atendiendo además a la demanda del público en general y de los consumidores de productos de origen animal en particular. Objetivo La presente guía tiene como objetivo abordar la noción de bienestar animal, su normativa vigente en la Argentina para el ámbito de la producción ovina y las recomendaciones internacionales en la materia. Definición El BA puede definirse como el estado de un animal en relación a sus intentos por hacer frente al ambiente (Broom, 1986)1. Esto significa que las condiciones del ambiente en el que se encuentren los animales influirán directamente en su bienestar a tres niveles: • El funcionamiento biológico, es decir, su estado de salud. • El comportamiento. • Los estados afectivos: confort, placer, satisfacción, sufrimiento, dolor, frustración, etc. Broom D. 1986. Indicators of poor welfare. British Veterinary Journal. 142(6):524 26. https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/0007193586901090 1 GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 4 �La Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA) señala que el BA designa el estado físico y mental de un animal en relación con las condiciones en las que vive y muere. La salud animal es un componente esencial del BA, pero no es el único. Las buenas condiciones de BA exigen que los animales se críen en situaciones de mínimo estrés, dolor o temor; que se les permita satisfacer sus necesidades nutricionales, sanitarias y comportamentales; que se prevengan sus enfermedades y se les administren tratamientos veterinarios apropiados; que se los proteja, maneje y alimente correctamente; y que se los manipule y sacrifique de manera compasiva. En definitiva, el BA se refiere al estado del animal y puede ser evaluado de manera científica, independientemente de consideraciones morales. Un animal está en buenas condiciones de bienestar si se encuentra sano, cómodo, bien alimentado, seguro, puede expresar formas innatas de comportamiento y si no padece sensaciones desagradables de dolor, miedo o sufrimiento. Importancia El actual enfoque, conocido como “un bienestar”, reconoce los vínculos directos e indirectos existentes entre el bienestar humano, el BA y la integridad del ambiente. Así como la salud humana y la sanidad animal son interdependientes y están vinculadas a los ecosistemas en los cuales coexisten, preservar y mejorar el BA tiene diversas conexiones (directas e indirectas) con el bienestar de las personas y con temas ambientales. Por lo tanto, existen diferentes áreas en las que el bienestar de animales y personas se interrelacionan y confluyen con la sostenibilidad de los ecosistemas. Es necesario destacar que los animales tienen un papel importante en la subsistencia humana al ser fuente de comida, ingresos, condición social e identidad cultural, al igual que de compañía y seguridad. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 5 �BIENESTAR ANIMAL SUSTENTABILIDAD DEL ECOSISTEMA BIENESTAR SOCIAL Algunas investigaciones presentan el vínculo existente entre las condiciones en que son mantenidos los animales de granja y la salud de los animales, las personas y el ambiente. Cuando los animales son criados en pobres condiciones, sin acceso a una nutrición adecuada, hacinados, incómodos, de manera poco higiénica y bajo malos tratos por parte de sus responsables, el estrés asociado con estas condiciones aumenta su vulnerabilidad a las enfermedades. Un informe publicado por la Comisión de Producción Industrial de Animales de Granja (PEW) destaca cómo el contacto cercano entre los animales facilita el intercambio y la evolución de los patógenos, y que el estrés inducido por el confinamiento denso aumenta la probabilidad de infección y enfermedad. Los patógenos que circulan en estas poblaciones animales pueden provocar enfermedades a las personas, incluso pueden ser un eslabón importante en la aparición de enfermedades infecciosas emergentes. Los animales estresados son más susceptibles a las infecciones por una baja de sus defensas, mientras que aquellos criados y mantenidos en condiciones que promueven el BA presentan niveles más bajos de estrés y están mejor preparados para afrontar las condiciones adversas que los pueden enfermar. Cuando se resguarda el BA en cada eslabón de la cadena pecuaria, todos los actores se ven beneficiados ya que: • minimiza el estrés y el sufrimiento de los animales; • disminuye la mortalidad, las enfermedades y las lesiones en los animales; • facilita las rutinas de trabajo diarias, disminuye los riesgos para el personal y califica el trabajo del cuidador; • maximiza la productividad y la rentabilidad de la actividad; • reduce la necesidad de uso de antibióticos y con ello colabora en combatir la resistencia antimicrobiana; • mejora la percepción pública, como consecuencia del trato digno y humanitario con los animales; • aumenta la competitividad frente a mercados nacionales e internacionales. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 6 �Normativa nacional En la República Argentina existen normativas que regulan diversos aspectos del BA relacionados con la producción. En este sentido, es fundamental profundizar sobre la normativa general a todas las especies –que incluye a los ovinos–, con énfasis en la producción primaria. Las normas generales a todas las especies en relación a las exigencias mínimas de bienestar animal (Res. Senasa N.º 1697/2019), al marco reglamentario para la habilitación de establecimientos pecuarios de engorde a corral (Res. Senasa N.º 329/2017), a los predios concentradores de hacienda (Res. Senasa N.º 924/2020); y al transporte de hacienda (Res. Senasa N.º 723/2025) pueden ser consultadas en la bibliografía complementaria de esta guía. Resolución Senasa N.° 1697/2019 Esta norma establece las medidas que deben tomar los responsables de los animales en relación con los diversos aspectos que son importantes para el bienestar animal, aplicables en los siguientes contextos: • Ámbito pecuario, en todas sus etapas hasta la faena inclusive. • Animales de trabajo utilizados en el ámbito agropecuario. • Equinos destinados a participar en actividades deportivas. Acceder a la normativa completa. Agua y alimento El titular/responsable de los animales debe garantizar que reciban una alimentación en cantidad y calidad adecuada a su edad, especie y estado fisiológico, con el fin de mantener su buen estado de salud y satisfacer sus requerimientos nutricionales. Salvo situaciones particulares en donde se encuentra indicado el ayuno o la restricción alimentaria, todo animal debe tener acceso libre al alimento o a intervalos adecuados a sus necesidades fisiológicas. Además, los animales deben tener libre acceso a una cantidad suficiente de agua, de calidad adecuada para mantener un buen estado de salud, o deben poder satisfacer su ingesta líquida por otros medios. Aún en invierno, el libre acceso al agua debe ser constante. En épocas de heladas y en determinadas zonas del país, es necesario recorrer las aguadas para asegurarse de que el hielo no les impida acceder a ella. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 7 �Bebedero con hielo en temporada invernal. Sanidad animal Los animales mantenidos bajo condiciones en las que su bienestar dependa de atención humana deben ser controlados con frecuencia (como mínimo, una vez al día). Aquellos animales criados o mantenidos bajo otro tipo de condiciones deben ser controlados a intervalos suficientes para evitarles cualquier sufrimiento. Los animales que se observen enfermos o heridos deben recibir una atención inmediata y los cuidados necesarios, bajo la práctica o supervisión de un veterinario. En caso de requerirse, los animales enfermos o heridos deberán alojarse en condiciones de aislamiento y confort, lo antes posible. Cuando no sea posible el tratamiento, los animales deben someterse a sacrificio humanitario, bajo supervisión de un profesional. El personal a cargo del manejo de los animales debe asegurarse de prevenir la ocurrencia de enfermedades y lesiones, brindar atención veterinaria y tratamiento sanitario adecuado (en caso de enfermedad) y minimizar el sufrimiento que puedan ocasionar las prácticas de manejo. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 8 �Personal a cargo del manejo de ovinos. Ambiente, instalaciones y equipos Los materiales que se utilicen para las instalaciones y equipos, y que puedan estar en contacto con los animales, deben ser seguros e inocuos para los mismos, y poder limpiarse y desinfectarse. Los establecimientos deben contar con instalaciones y facilidades diseñadas para un manejo adecuado, sin riesgos para el bienestar animal. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 9 �La limpieza, la desinfección y el control de plagas deben realizarse con la frecuencia necesaria para salvaguardar la bioseguridad y prevenir enfermedades o lesiones. Las instalaciones, los equipos y los accesorios para manejar a los animales deben diseñarse, construirse y mantenerse de forma tal que no presenten bordes afilados ni salientes que puedan provocar heridas a los animales. En ovinos lecheros, la práctica de ordeñe se debe realizar respetando una rutina horaria, con personal entrenado y en instalaciones adecuadas, evitando accidentes y cuidando la higiene. El manejo de los animales debe realizarse de forma lenta y tranquila, sin golpes y con tono de voz baja y suave. En los sistemas productivos en confinamiento permanente o temporario, la circulación del aire, el nivel de polvo, la temperatura, la humedad relativa del ambiente, la concentración de gases y los niveles de ruido deben mantenerse dentro de límites que no sean perjudiciales para los animales. Los animales que deban permanecer en espacios cerrados no pueden ser mantenidos en oscuridad permanente ni estar expuestos a la luz artificial sin una interrupción adecuada. Además, se debe disponer de iluminación apropiada (fija o móvil) para poder llevar a cabo una inspección completa de los animales en cualquier momento. Cuando los animales se encuentren bajo condiciones de confinamiento continuo o regular, se les debe proporcionar un ambiente adecuado y/o prácticas de manejo que permitan satisfacer sus necesidades fisiológicas y comportamentales. Los equipos para el suministro de alimentos y agua deben ser construidos y ubicados de manera tal que estén accesibles para todos los animales y eviten la competencia por el recurso. En la medida en que sea necesario, el animal mantenido al aire libre debe contar con protección contra las inclemencias climáticas y los depredadores. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 10 �Todos los ovinos deben ser protegidos de los predadores. Los productores responsables del cuidado animal deben estar al tanto de los riesgos existentes y tomar las medidas necesarias para prevenir lesiones o la muerte. Maniobras zootécnicas dolorosas Cuando no se puedan evitar las prácticas dolorosas, el dolor resultante debe ser minimizado, refinando los métodos disponibles y ser llevados a cabo por personal idóneo. Personal La totalidad de las personas involucradas en el manejo de los animales deben tener la idoneidad necesaria sobre aspectos básicos de bienestar animal, de acuerdo con sus responsabilidades. Además, la cantidad de personas involucradas debe dimensionarse en función de lo que requieren las acciones que se realizan. Manejo de los animales y prohibiciones El manejo de los animales debe promover una relación humano–animal positiva y no debe ocasionar heridas, miedo duradero ni estrés evitable. En tal sentido, se prohíbe azuzar a los animales mediante el empleo de instrumentos o prácticas que –sin ser de simple estímulo– puedan causarles daños, mortificación o lesiones orgánicas o funcionales. Solo se permite la utilización de inductores del movimiento, siempre que su uso se ajuste a lo establecido por la normativa vigente. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 11 �Manejo de los animales. La zona de fuga describe un espacio en torno a un animal que, en caso de ser invadido, provoca que el animal se aleje. Su tamaño dependerá de la raza y de la experiencia previa con las personas. El punto de balance, ubicado a la altura de la cruz, se puede usar para moverlos hacia atrás o adelante. Si el operador ingresa a la zona de fuga por delante del punto de balance, el animal retrocederá. Si se para a la altura del punto de balance, el animal se quedará quieto. Si ingresa a la zona de fuga por detrás del punto de balance, el animal avanzará. El conocimiento de la zona de fuga también puede utilizarse en el manejo de animales dentro de una manga. Manejo de animales dentro de la manga. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 12 �El uso de perros queda restringido a animales entrenados, que deberán estar bajo la supervisión permanente. Queda prohibido el uso de perros que muerdan a los animales. Transporte En forma previa a su carga en el transporte, todo animal debe ser inspeccionado por un operario idóneo que evaluará su aptitud para viajar. En caso de duda sobre dicha aptitud, el animal debe ser examinado por un profesional veterinario. Los animales que no sean considerados aptos para viajar no deben ser cargados, a menos que sea necesario transportarlos para realizarles el tratamiento veterinario correspondiente. Aquellos no aptos para su traslado deberán manejarse humanitariamente; es decir, en caso de corresponder, deben recibir inmediatamente un tratamiento apropiado para aliviar su dolencia o enfermedad o, cuando el tratamiento no sea posible, ser sometidos a un sacrificio humanitario. Se considera que un animal no se encuentra apto para viajar si: • es incapaz de moverse por sí mismo o de desplazarse sin ayuda; • presenta una herida abierta grave o un prolapso; • se trata de hembras preñadas que hayan superado el 90 % del tiempo de gestación previsto o de hembras que hayan parido la semana previa; • se trata de animales recién nacidos, cuyo ombligo no ha cicatrizado completamente. Está prohibida la carga de animales en vehículos que no reúnan las especificaciones técnicas establecidas en la Resolución Senasa N.º 723/2025. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 13 �Transporte de ovinos. El traslado de los ovinos se debe realizar en vehículos habilitados y especialmente diseñados para el trasporte de ganado, bajo la conducción de personal capacitado y garantizando en todo momento el bienestar animal. Resolución Senasa N.° 723/2025 La norma establece el marco regulatorio para la Habilitación Sanitaria de Medios de Transporte de Animales Vivos y Mercancías de Origen Animal. Acceder a la normativa completa. La misma abroga la ex-Resolución Senasa N.° 503/2022 y, en su Anexo III, establece los requisitos técnicos que deben reunir los transportes para trasladar animales. Además, en su Anexo VII, contiene la tabla de densidades de carga por especie (tabla 1). GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 14 �Ovinos/Caprinos Para viajes de más de 12 horas Para viajes de hasta 12 horas Peso promedio en kilogramos (kg) Superficie en metros cuadrados (m2) Esquilada Sin esquilar 20 Esquilada 0.27 Sin esquilar 0.33 25 0.22 0.28 0.32 0.38 35 0.28 0.35 0.40 0.47 45 0.33 0.42 0.47 0.56 55 0.38 0.48 0.54 0.64 65 0.42 0.54 0.61 0.72 75 0.46 0.59 0.67 0.79 85 0.51 0.64 0.72 0.86 95 0.55 0.69 0.78 0.93 Tabla 1. Límites máximos de carga para ovinos, según normativa vigente. Resolución Senasa N.° 924/2020 Esta norma establece los requisitos mínimos sobre habilitación de locales destinados a predios feriales, mercados concentradores y todo otro lugar de concentración de animales. En su artículo 11, en materia de bienestar animal, indica que será de aplicación la Res. Senasa N.° 1697/2019. Ovinos en manga. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 15 �Durante el encierre y acopio de ovinos para venta, la majada deberá ser alojada respetando los criterios de densidad específicos, tener acceso a agua y alimento permanente, y ser manejados por personal entrenado que minimice el estrés. Acceder a la normativa completa. Resolución Senasa N.° 329/2017 Esta norma establece los nuevos requisitos de instalaciones, bioseguridad, higiene y manejo sanitario, para el registro y la habilitación de establecimientos de engorde a corral que presentan confinamiento de bovinos, bubalinos, caprinos y ovinos, sin acceso a pastoreo. En su anexo, profundiza en los requisitos técnicos y de infraestructura que deben cumplir los establecimientos de engorde a corral. Acceder a la normativa completa. Corrales Los engordes a corral deben contar con corrales de adaptación, un corral lazareto y corrales de estadía o engorde que posean las siguientes características • Dimensión: cada corral debe asegurar que los animales posean libre acceso a los comederos y bebederos, así como espacio suficiente para echarse, descansar y satisfacer sus necesidades comportamentales/sociales, garantizando un medio ambiente adecuado para su bienestar. • Superficie: los pisos deben ser lo suficientemente compactos, con el fin de evitar infiltraciones o anegamientos. No se considerará aceptable que la cantidad de barro supere la línea de la corona de los miembros de los animales durante el período de tiempo que permanecen en el corral. • Drenaje: debe presentar una pendiente adecuada para el escurrimiento efectivo de los residuos hacia una canalización o colecta de efluentes a la que los animales no tengan acceso. • Los espacios libres que rodean todas las instalaciones deben estar limpios, libres de malezas, desperdicios y sin agua acumulada. • Reparo y sombra: en condiciones climáticas que así lo requieran, los corrales deben disponer de espacios con reparo y sombra con dimensiones suficientes para que todos los animales puedan acceder a estos. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 16 �• Contar con bebederos en buen estado, sin salientes ni bordes capaces de generar injurias a los animales, deben estar ubicados en zonas altas del corral o en lugares que presenten un buen drenaje, de tamaño adecuado para que todos los animales tengan fácil acceso y suministro constante de agua de bebida para evitar la competencia. • Contar con comederos en buen estado, sin salientes ni bordes capaces de generar injurias a los animales, de un tamaño adecuado para que todos tengan fácil acceso a los alimentos para evitar la competencia. Ovinos en engorde a corral. En el caso de que los animales sean confinados para engorde, se debe cumplir con lo establecido en la Resolución Senasa N.º 329/2017. La capacidad de cada corral no puede superar los 500 animales y se debe respetar la superficie mínima para cada categoría: Categoría Superficie mínima (m2) Cordero 4,00 Oveja con cría 8,00 Oveja sin cría 5,00 Capón 5,00 Carnero 6,66 Tabla 2. Superficie mínima que se debe respetar por categoría en corral. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 17 �En caso de ser necesario el agarre de un animal individual, se deberá sujetar un brazo por debajo o alrededor del cuello para dirigir el movimiento y el otro por detrás, rodeando la parte posterior del animal para empujarlo por detrás. Agarre de ovino. Normativa internacional La Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA) publicó las primeras normas sobre BA en el año 2004 en el Código Terrestre y en el 2008 en el Código Acuático. Estas normas se actualizan con regularidad en función de la evolución de los conocimientos científicos y se completan progresivamente, con el fin de abarcar diferentes aspectos del BA. El capítulo 7.1 del Código Terrestre establece las recomendaciones para el bienestar de los animales. El mismo se encuentra disponible para su lectura en la bibliografía complementaria. Bienestar animal durante la esquila Los animales deben ser esquilados al menos una vez al año por personal entrenado y habilitado para la tarea, previo a la época de verano utilizando el protocolo PROLANA. Están exentas del cumplimiento de este estándar las explotaciones que utilizan razas desprovistas de lana. Entre las consideraciones principales de bienestar animal durante la esquila, se debe tener en cuenta: • Realizar la esquila desmaneada, utilizando métodos como Bowen, Tally Hi, o New Pattern, ya que estos contribuyen a la comodidad del animal y del esquilador, permitiendo obtener el vellón entero sin generar dobles cortes. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 18 �• Los animales podrán ser encerrados la noche previa reservando el equivalente al primer turno de esquila bajo techo. • En cuanto a las esquilas preparto, las mismas deben realizarse con 20 a 30 días de anticipación a la fecha probable del inicio de parición. Si se efectúan durante épocas de bajas temperaturas y en áreas con escaso reparo, se deberá utilizar el peine de nieve o la tijera, dejando un remanente de 1 cm de lana. • Las esquilas posparto deben realizarse al menos 3 meses después de la parición, a los fines de disminuir el riesgo de pérdida de corderos por “aguachamiento” (abandono). • Luego de la esquila, los animales deben tener acceso a agua y alimento lo antes posible. • Los contratistas de esquila deberán desinfectar el equipamiento entre establecimientos para evitar o disminuir el riesgo de propagación de enfermedades. • El personal responsable del manejo de los animales debe monitorear el pronóstico del tiempo y no realizar la esquila si existe riesgo de temporal, a menos que pueda garantizarse el refugio y alimento adicional para la majada. • Los animales que sufran lesiones durante la esquila deben ser tratados inmediatamente, con alivio del dolor. En caso de que no puedan recuperarse, deberán ser sacrificados humanitariamente, (con el menor sufrimiento posible). Esquila de ovinos. Se debe realizar la esquila desmaneada al menos una vez al año utilizando el protocolo PROLANA. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 19 �Protocolo de esquila en ovinos. PROLANA. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 20 �Contactos Para otras consultas, comunicarse con el Programa Nacional de Bienestar Animal al correo electrónico bianimal@senasa.gob.ar. GUÍA. BIENESTAR ANIMAL EN LA PRODUCCIÓN OVINA 21 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Bienestar animal en la producción ovina. Material de capacitación. Guía Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2026 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa Nacional de Bienestar Animal Programa Nacional de Enfermedades de los Pequeños Rumiantes Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0200 Abstract A summary of the resource. La presente guía tiene como objetivo abordar la noción de bienestar animal, su normativa vigente en la Argentina para el ámbito de la producción ovina y las recomendaciones internacionales en la materia. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Objetivo Definición Importancia Normativa Nacional Resolución Senasa N.° 1697/2019 Agua y alimento Sanidad animal Ambiente, instalaciones y equipos Maniobras zootécnicas dolorosas Personal Manejo de los animales y prohibiciones Transporte Resolución Senasa N.° 723/2025 Resolución Senasa N.° 924/2020 Resolución Senasa N.° 329/2017 Corrales Normativa internacional Bienestar animal durante la esquila Contacto Bienestar Animal Ovinos https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/2f7cfe2ce8c5eb7293869feae43d3494.pdf 670fdf2ef61d606e4e2ccc76bc6b427c PDF Text Text GUÍA OPERATIVA Influenza aviar en aves no de corral (traspatio) Plan de contingencia Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado encargado de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal y vegetal e inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Dirección Nacional de Sanidad Animal Programa Nacional de Sanidad Aviar Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2026 �Introducción El presente documento tiene como objetivo establecer los lineamientos técnicos destinados al personal profesional del Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa), en relación con las estrategias, medidas sanitarias, acciones y actividades generales que deberán adoptarse ante la confirmación de uno o más brotes de influenza aviar (IA), subti-pos H5 o H7, en aves de traspatio (no comerciales) dentro del territorio de la República Argentina. La confirmación del evento sanitario se efectúa mediante la técnica de RTPCR, a partir de la detección del ácido ribonucleico (ARN) viral específico del virus de IA H5 o H7, con resultado emitido por el Laboratorio Central del Senasa. Una vez confirmada la detección, deberán implementarse las medidas sanitarias correspondientes en el predio positivo, así como las acciones de fiscalización y control dentro del área de prevención vinculada al brote, con el propósito de contener y erradicar la enfermedad. En caso de detectarse un brote de IA H5/H7 en aves de traspatio, la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), en conjunto con el Centro Regional involucrado, serán los responsables de diseñar y establecer el área de prevención correspondiente. Los límites serán determinados por el Senasa, en función de la situación epidemiológica local. La delimitación del área de prevención tendrá como finalidad la implementación de acciones de biocontención, vigilancia epidemiológica y control sanitario, orientadas a prevenir la diseminación del agente y proteger el estatus sanitario del país. Marco legal: referencias normativas y recomendaciones internacionales El marco legal que sustenta las acciones vinculadas a la sanidad aviar y la respuesta ante enfermedades está compuesto por un conjunto de leyes, decretos y resoluciones vigentes en la República Argentina, así como también por recomendaciones internacionales. • Ley N.° 27.233. Declara de interés nacional la sanidad animal y vegetal, así como la prevención, control y erradicación de enfermedades y plagas que afecten la producción agropecuaria, la flora y la fauna. Designa al Senasa como autoridad de aplicación, responsable de planificar, ejecutar y controlar las acciones sanitarias en todas las etapas de la producción, transformación, transporte, comercialización y consumo de agroalimentos, incluyendo producciones familiares y artesanales. • Ley N.° 27.342. Amplía el alcance de la Ley N° 3.959, extendiendo la defensa sanitaria a todas las especies animales, incluso aquellas que no se consideran “ganado”, siempre que el Poder Ejecutivo las incluya en la nomenclatura sanitaria correspondiente. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 3 �• Ley de Policía Sanitaria Animal N.° 3.959. Establece la defensa de los ganados en la República Argentina frente a la introducción de enfermedades contagiosas exóticas. • Resolución Senasa N.° 779/1999. Aprueba el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias, que establece los niveles, estructuras, responsabilidades y funciones para la gestión de emergencias sanitarias por enfermedades exóticas, persistentes o situaciones epidemiológicas de riesgo en el país y en naciones limítrofes. • Resolución Senasa N.° 153/2021. Determina la obligatoriedad de notificar de forma inmediata al Senasa la sospecha de enfermedades incluidas en el Grupo I, entre ellas la Influenza Aviar. • Resolución Senasa N.° 466/2025. Aprueba el Plan de Contingencia para Influenza Aviar (IA) como herramienta específica para la gestión de brotes. • Código Sanitario de los Animales Terrestres - Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA). Proporciona directrices y recomendaciones internacionales para la prevención, control y erradicación de enfermedades animales, armonizando las acciones nacionales con los estándares internacionales. Capítulos 7.6 y 10.4. Glosario conceptual - Área de prevención (AP): corresponde a un área territorial donde se detecta un brote de IA H5/H7 en aves no de corral, cuyos límites son determinados por el Senasa y tienen por finalidad realizar actividades de biocontención y vigilancia. – Aves de corral: designa todas las aves criadas o mantenidas en cautiverio para la producción de mercancías comerciales avícolas o la reproducción para estos fines. Las aves no de corral se considerarán como aves de corral cuando tengan contacto directo o indirecto con estas últimas o con instalaciones avícolas. – Aves silvestres: designa un ave cuyo fenotipo no se ha visto afectado por la selección humana y que vive independiente, sin necesitar supervisión o control de seres humanos. – Aves de traspatio: designa a las aves que se crían en un predio registrado ante el Senasa como aves de traspatio, cuyos productos solo se ofrecen directamente para el autoconsumo. – Aves de un día: designa a las aves que tienen, como máximo, 72 horas después de haber salido del huevo. – Aves no de corral: incluye las aves silvestres de vida libre, traspatio, así como las silvestres cautivas criadas para espectáculos, competencias, exposiciones, GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 4 �colecciones de zoológicos y concursos, y para la reproducción o la venta a dichos efectos, así como las aves de compañía, siempre que no tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones de producción avícolas. – Aves silvestres cautivas: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto significativamente afectado por la selección humana, pero que están cautivas o viven bajo o necesitan supervisión o control de seres humanos. – Aves silvestres de vida libre: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto afectado por la selección humana y que viven independientes sin necesitar supervisión o control de seres humanos. – Biocontención: acciones que se implementan para disminuir el riesgo biológico de diseminación de un patógeno. – Bioseguridad: designa a un conjunto de medidas de gestión, manejo, sanitarias y profilácticas, cuyo objetivo es reducir el riesgo de introducción, radicación y propagación de enfermedades, infecciones o infestaciones animales hacía, desde y dentro de una población animal. – Brote: designa la presencia de uno o más casos de IA H5/H7 en una unidad epidemiológica. – Caso: designa a un ave con o sin signos clínicos manifiestos, que ha resultado positivo a la/s prueba/s diagnóstica/s confirmatoria/s de IA H5/H7, o a aves con sintomatología en las que mediante una evaluación epidemiológica se compruebe un nexo epidemiológico con un caso confirmado. – Cierre del brote: se define como tal o “Día 0”, a la fecha en que se culmina con las tareas de sacrificio de las aves, enterramiento, limpieza y desinfección del predio. – Interdicción de predio: de acuerdo con la normativa vigente del Senasa, equivale a vedar o prohibir. Es una medida que impide disponer de aquello que está interdicto. La medida de interdicción, entre otras cosas, tiende a la imposibilidad de trasladar (ingreso y egreso) animales, productos, subproductos o materiales potencialmente infectantes, con relación al predio interdicto, ya sea por razones sanitarias u otras irregularidades y que, como consecuencia, se encuentran bajo control o fiscalización del Senasa. – Nexo epidemiológico: se refiere al contacto directo o indirecto entre aves susceptibles y aves enfermas a través del cual es posible que se haya transmitido el virus de IA H5/H7 por las vías de transmisión habituales. – Predio: designa al lugar donde se encuentran las aves de corral y no de corral. – Rastrillaje epidemiológico: proceso sistemático y activo de búsqueda y seguimiento de casos de IA en aves de corral y de no corral. Este procedimiento tiene como objetivo identificar aves infectadas, prevenir la propagación de la enfermedad y controlar brotes. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 5 �– Sacrificio sanitario: designa la operación, efectuada bajo la supervisión del Senasa, diseñada para eliminar un brote. Consiste en llevar a cabo las siguientes actividades: i. matanza de los animales afectados o que se sospeche han sido afectados o que hayan estado expuestos a la infección por contacto directo con estos animales, o contacto indirecto con el agente patógeno causal; ii. eliminación de los animales muertos o de los productos de origen animal, según el caso, por enterramiento, transformación, incineración o cualquier otro método que oportunamente disponga el Senasa; iii. limpieza y la desinfección de las explotaciones, a través de los procedimientos recomendados por OMSA, con el fin de destruir el agente infeccioso de la IA. Se aplica en instalaciones, vehículos y objetos diversos que puedan haber sido directa o indirectamente contaminados. – Unidad epidemiológica: designa a un grupo de aves con la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno. – Zona de Control Sanitario (ZCS): corresponde a un área territorial donde se detecta uno o más brotes de IA H5/H7 en aves de corral, cuyos límites son determinados por el Senasa, y tiene por finalidad realizar actividades de bioseguridad, biocontención y vigilancia para contener y erradicar el o los brotes de la zona. En brotes de aves de corral, esta ZCS está compuesta por la Zona de Perifoco (ZP) con un radio de 3 kilómetros y la Zona de Vigilancia (ZV) con un radio de 7 kilómetros alrededor de la anterior. Cuando existan cursos o espejos de agua o nexos epidemiológicos del brote, el Senasa puede modificar la ZCS, según riesgo epidemiológico. – Zoológico y entidades afines: entidad o institución, pública o privada, donde se mantienen animales silvestres bajo cuidado humano, independientemente de su finalidad, como parques zoológicos, acuarios, reservas, bioparques, centros de rescate y santuarios, entre otros. La enfermedad La influenza aviar, también conocida como “gripe aviar”, es una infección viral contagiosa, producida por el virus de la influenza aviar tipo “A”, familia Orthomyxoviridae, genero influenzavirus. Esta enfermedad puede afectar a varias especies de aves de corral, así como también a las aves de compañía y silvestres. Cabe aclarar que se han aislado virus de IA, con menor frecuencia, en algunas especies de mamíferos, como ratas, ratones, comadrejas, hurones, cerdos, gatos, tigres, perros, caballos, así como en los humanos. La enfermedad se encuentra incluida en la lista única de enfermedades de notificación obligatoria de la OMSA y, según la Resolución Senasa N.° 153/2021, es una de las enfermedades de denuncia obligatoria definidas en la normativa. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 6 �Aunque la presencia del virus en aves de traspatio no compromete el estatus sanitario del país ni afecta el comercio internacional, es indispensable implementar medidas de contención y bioseguridad ante la detección de un brote de influenza aviar en un predio de estas características, con el objetivo de controlar y erradicar la enfermedad. La influenza aviar de alta patogenicidad (IAAP) es una enfermedad sobre la que deben implementarse acciones de erradicación inmediatas, tan pronto como se detecte su existencia. Para mayor información, acceder al sitio web oficial de la OMSA o al Micrositio del Senasa. Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias El Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias se compone por los niveles central y regional, y la estructura organizacional, responsabilidades y funciones que determinan el funcionamiento de la cadena de comandos de incidentes para la gestión de eventos emergenciales, basado en la normativa vigente en la materia. Este sistema se activa ante la detección de enfermedades persistentes, exóticas o situaciones epidemiológicas que así lo justifiquen, tanto dentro del territorio nacional como en países limítrofes, cuando éstas impliquen un riesgo sanitario. Estrategia sanitaria y procedimientos de respuesta De detectarse la presencia de la enfermedad de un brote de IA H5/H7, la política adoptada por el Senasa busca lograr la erradicación de esta enfermedad en el país, en el menor tiempo posible. El objetivo principal es la biocontención de la misma y así evitar la difusión del virus a otras poblaciones de aves, salvaguardando la salud pública y sanidad avícola, protegiendo la biodiversidad y mitigando las posibles consecuencias económicas en la avicultura nacional e internacional. Procedimiento de atención y seguimiento de influenza aviar tipo a H5H7 en aves de traspatio Consideraciones generales Una vez confirmada la detección de la presencia del virus de IA H5/H7 a través de los resultados oficiales emitidos por la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico (DGLyCT) del Senasa e informada por la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), se deberá conformar un equipo exclusivo de tra- GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 7 �bajo para el predio del brote y otros (los que fueran necesarios) para el área de prevención (AP), conforme al Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias. Los vehículos utilizados deben ser exclusivos para tal fin, quedar fuera de los predios involucrados, tanto en el brote como en el Área de Prevención y proceder a su desinfección, antes y después de la recorrida. Se deberá constatar y cargar en el Sistema Único de Registro (SUR) los siguientes antecedentes sanitarios (AS) y la documentación respaldatoria en cada AS, según el trabajo realizado: – Inspección de predio/establecimiento avícola. En la fecha de alta, se deberá colocar el/los día/s de inspección y atención. Adjuntar la documentación respaldatoria (ver Anexo 1y 3). – Brote influenza aviar H5. En la fecha de alta, se deberá asentar el día de emisión de la orden de trabajo de la DGLyCT; en la fecha de baja, indicar el día en que finalizaron las tareas de sacrificio, enterramiento, limpieza y desinfección. En observaciones, colocar el número de protocolo de enfermedad denunciable (ver Anexo 1). – Muestreo sospecha de I.AVIAR/ENC. Verificar que se haya realizado la carga dicho antecedente al momento de la atención. La fecha de alta se deberá colocar el día de atención, mientras que en la de baja corresponde indicar el día de emisión de la orden de trabajo emitida por la DGLyCT. Adjuntar la documentación respaldatoria (ver Anexo 2). Equipo de protección individual Antes de ingresar al predio afectado se deberá disponer de Equipos de Protección Individual (EPI) que serán utilizados durante toda la jornada de trabajo, esto es, mientras dure la exposición al riesgo. Una vez finalizadas las tareas, los elementos deberán quitarse y desecharse en el mismo establecimiento. Es fundamental que todos los agentes tengan acceso a los EPI, cuyos componentes son: • Protección corporal, con ropas protectoras, preferiblemente mamelucos desechables con manga larga y ajustables en los extremos más un delantal impermeable. • Protección de cabeza, con gorro/cofia desechable que cubra completamente los cabellos. • Protección de pies, con botas de goma o poliuretano que puedan ser desinfectados y, preferentemente, cubre botas desechables. • Protección de manos, con guantes protectores desechables (de nitrilo o vinilo) o guantes de trabajo de goma resistente que puedan desinfectarse; para evitar dermatitis pueden usarse guantes de algodón por debajo de los guantes protectores. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 8 �• Protección respiratoria, mediante respiradores que cubran boca y nariz. En casos particulares se podrán requerir equipos de respiración autónoma. • Protección ocular por medio de anteojos protectores, que deben lavarse y desinfectarse después de su uso. Secuencia de colocación del EPI 1. Colocar el primer par de cubrecalzados. 2. Colocar el mameluco descartable. 3. Colocar el primer par de guantes, asegurándose de que queden debajo de las mangas del mameluco; para ello, perforar el mameluco con el dedo pulgar. 4. Colocar el segundo par de guantes sobre las mangas del mameluco. Si es necesario, sellar los extremos con cinta adhesiva para asegurar el ajuste. 5. Colocar el segundo par de cubrecalzados. 6. Colocar el protector respiratorio (barbijo) y verificar que esté bien ajustado. 7. Colocar el gorro o cofia desechable. 8. Colocar los anteojos protectores. El procedimiento de colocación y retirada del EPI tiene como objetivo reducir al mínimo la posibilidad de autocontaminación y autoinoculación. Secuencia de retirada del EPI Previo al retiro del equipo, es necesario conseguir una bolsa de residuos para desechar el EPI y un balde con líquido desinfectante. Luego, continuar con los siguientes pasos: 1. Realizar un lavado higiénico de los guantes con el desinfectante. 2. Retirar el gorro/cofia. 3. Desanudar el segundo cubrecalzado. 4. Retirar el mameluco con una mano desde el lado externo, de manera que el par de guantes externo se desprenda junto con él. Enrollar el mameluco hacia abajo, dejando expuesta la parte interna y manteniendo la externa hacia adentro. 5. Realizar un lavado higiénico de los guantes en contacto con la piel con el desinfectante. 6. Retirar los anteojos protectores y lavarlos en el desinfectante. 7. Retirar el primer cubrecalzado. 8. Retirar la mascarilla, tomándola desde las bandas elásticas, sin tocar la parte frontal. 9. Realizar un tercer lavado higiénico de manos. 10. Retirar el primer par de guantes en forma de rollo, tratando de no tocar la parte externa del guante. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 9 �Otras consideraciones >> Con respecto a la higiene de las manos, la misma debe consistir en el lavado con agua y jabón durante 15/20 segundos o en el uso de otros procedimientos estándares de desinfección de las manos. >> Los EPI deben desecharse adecuadamente, disponiéndolos en bolsas plásticas y dentro de un recipiente con tapa, cuidando que no contaminen otros lugares. El dispositivo de plástico debe cerrarse cuidadosamente antes de su eliminación. >> Usar una muda limpia de ropa protectora en cada instalación visitada. >> Después de visitar una instalación sospechosa/afectada, las personas no deben acudir a lugares de reunión pública (bares, restaurantes, etc.) sin haberse duchado –incluyendo lavado del pelo y cambiado de ropa–. Asimismo, no podrá ingresar a otro establecimiento/predio avícola sin un vacío sanitario de 72 horas. Material audiovisual Para visualizar el procedimiento de colocación y retirada del EPI, acceder aquí. Medidas sanitarias en el brote En primer lugar, el personal oficial actuante debe resguardar y asegurar las medidas de bioseguridad al ingreso y egreso del predio. Para ello, deberá continuar con la interdicción del predio en donde fueron halladas las aves que resultaron positivas a IA H5/H7 y prohibir el acceso de personas y vehículos ajenos al mismo. El veterinario del Senasa deberá informar al propietario las medidas sanitarias que deberán realizarse en el predio, tales como interdicción, sacrificio, disposición de cadáveres de aves, productos, subproductos y medidas de limpieza y desinfección, condiciones de levantamiento de la interdicción. Es importante destacar que todas las acciones y comunicaciones entregadas deben registrarse en un acta de constatación emitida a través del sistema de gestión de actas de constatación del Senasa (SIGACTAS). en la cual se deberá constatar detalladamente lo siguiente: GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 10 �“Continúa la interdicción del predio, implicando la prohibición del ingreso y egreso de aves, productos y subproductos, así como cualquier otro material que pudiera representar un riesgo sanitario. El ingreso de personas y vehículos quedará restringido exclusivamente a aquellos autorizados por el Senasa. El SENASA procederá al sacrificio sanitario de la totalidad de las aves, al enterramiento adecuado de los animales y a la posterior limpieza y desinfección integral del predio. La medida de interdicción permanecerá vigente hasta tanto el Senasa determine su levantamiento”. Asimismo, el agente oficial deberá dar intervención a las dependencias de Salud Pública, Ambiente y Fauna Silvestre de la jurisdicción competente. Además, deberán investigarse, evaluarse y documentarse los ingresos y egresos al predio realizados durante los 14 días previos a la confirmación de la enfermedad, mediante el Formulario de relevamiento epidemiológico, disponible en la carpeta interna N.° 24 de Sanidad Aviar. En cuanto al sacrificio, el mismo será realizado por personal del Senasa, con colaboración del propietario. Debe incluir a la totalidad de las aves presentes en la unidad epidemiológica y realizarse con la mayor rapidez posible, respetando los lineamientos de bienestar animal establecidos por la normativa vigente.. Todos los datos del sacrificio deberán constatarse a través del SIGACTAS, en el “Acta de sacrificio de aves y/o destrucción de productos y subproductos avícolas” (ver Anexo 4). Además, la misma deberá adjuntarse al AS de “Brote de Influenza Aviar H5”. La infraestructura, los elementos y las maquinarias existentes en el predio (instalaciones, comederos, bebederos, nidales, jaulas, almacenes de alimentos y utensilios, depósito de pienso, depósito de agua, botas, etc.) deberán someterse a una profunda limpieza y desinfección, con productos autorizados por el Senasa Métodos para la captura de las aves Instalar pequeños corrales en donde confinar a las aves antes de capturarlas. Se puede utilizar media sombra o tela similar. Si son aves que pueden volar, este corral debe contar con techo. Inducir el desplazamiento de los animales hacia el corral, ya sea mediante arreo coordinado entre varias personas y/o asistido por el uso de tela tipo media sombra o red a modo de embudo. También se puede colocar cebo en el corral para atraerlas. Dependiendo del tamaño de las aves, de su cantidad y de si pueden volar o no, la captura también puede realizarse mediante el uso de uno o de una combinación de algunos de los siguientes implementos: >> Redes de niebla. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 11 �>> Copos o redes de pesca para captura individual (se debe tener precaución de no lesionar a las aves con el borde de la red. Para ello sacar al ave de la red con cuidado, sujetándole las patas con una mano y el cuerpo y las alas -o el cuello en el caso de especies de cuello largo como gansos y cisnes- con la otra (Figuras 1 y 2). >> Pistolas o cañones lanza redes. >> Capuchas (o similar) para colocar en la cabeza de las aves impidiendo que vean (esto las calma) pero sin asfixiarlas. >> Toallas o trapos para la manipulación segura de las aves, cubriendo las partes que puedan dañar al personal (garras, picos, etc.). >> Guantes de cuero para protección de las manos del personal. Figura 1. Captura de un pollo usando una red de pesca de 50 cm de diámetro. Figura 2. Captura de un ganso con una red de pescar salmón más larga y fuerte. Estas imágenes no contemplan las medidas de bioseguridad y protección personal. Recuerde implementarlas correctamente al manipular las aves en caso de sospecha o confirmación de enfermedad. Figuras 3 y 4. Retiro de ave de la red de pesca. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 12 �En el siguiente enlace se podrá visualizar el video de una jornada de capacitación para la captura y sujeción de aves, dictada por el personal del Ecoparque de la Ciudad de Buenos Aires para agentes del Senasa. Métodos para el sacrificio de las aves Gasificación con dióxido de carbono en contenedores Cálculo del CO2 necesario (en kg) • Volumen efectivo a gasificar (m3) = largo x ancho x altura del contenedor x 0,55. • CO2 necesario (en kg) = volumen efectivo a gasificar x 2 m3 ~ 1,9 kg CO2. Concentración del gas y tiempo de exposición i. Llene el contenedor con CO2 hasta el 55 - 60% de su volumen antes de introducir las aves en ella. ii. Cargue las aves en el contenedor, luego cierre y asegure la puerta. iii. Introduzca el gas hasta lograr una concentración de dióxido de carbono del 45% por volumen en la parte superior de la cámara. iv. Espere el tiempo necesario para permitir la pérdida del conocimiento y la muerte de las aves. Si el contenedor es transparente o tiene ventana, continúe el gaseado por dos minutos más luego del cese de la respiración. v. Abra la puerta y deje que se libere el gas en el aire. vi. Verifique en busca de aves supervivientes. En caso de encontrar algunas, proceda a su eliminación de manera humanitaria. Por ejemplo, mediante dislocación cervical o agente eutanásico farmacológico. Los patos y las ocas son resistentes a los efectos del CO2 y requerirán una concentración mínima del 80% y mayor tiempo de exposición para morir. Contenedores Prácticamente, cualquier contenedor sellable puede utilizarse como recipiente para el gaseado: desde algo tan simple como un cubo de basura con tapa, hasta unidades especialmente construidas con sistemas automatizados de suministro de gas. El tamaño y el número de contenedores deben ser apropiados para la cantidad de aves y el equipo disponible para manipular los contenedores. También se han utilizado contenedores forrados de lona o camiones de mercancías a prueba de fugas con mangueras de tanques de CO2. A continuación se presentan algunos ejemplos. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 13 �i. Tanque de agua de 1000 litros • Altura x Largo x Ancho: 120 cm x 100 cm x 100 cm. • Se le debe realizar una abertura superior para ingresar a las aves, procurando que no pierda hermeticidad. Por ejemplo, se puede recubrir los bordes de la abertura con un burlete de goma para evitar la salida del gas. • Las aves no se deben colocar unas sobre otras. Todas deben estar apoyando en el suelo y ninguna sobre otra ave. • Desventaja: su altura hace que se necesite más gas. ii. Caja plástica de polietileno gran espesor • Altura x Largo x Ancho: 57.5 cm x 86 cm x 53.5 cm. • Se le debe realizar una abertura para que ingrese el conducto con el gas y sellarla. Además, se debe verificar que el sellado de la tapa no deje salir el gas o procurar un método de sellado adicional. • El plástico es traslúcido y permite ver las aves. • Las rueditas facilitan su traslado. • Desventaja: Entran pocas aves y no entran las de gran tamaño. iii. Contenedor gigante con tapa Mascardi • Altura x Ancho x Largo: 71 cm x 104 cm x 70 cm. • Se le debe realizar una abertura para que ingrese el conducto con el gas y sellarla. Además, se debe verificar que el sellado de la tapa no deje salir el gas o procurar un método de sellado adicional. • Desventaja: Entran pocas aves y no entran las de gran tamaño. iv. Tambor de 200 litros con suncho • Alto x Diámetro = 98 cm 59 cm. • Se le debe realizar una abertura para que ingrese el conducto con el gas y sellarla. • Debe utilizarse acostado para que entren más aves sin apilarlas unas sobre otras. • Para que permanezca de costado y no se mueva, se le deben colocar topes o algún soporte. • Desventaja: Entran pocas aves y no entran las de gran tamaño. Al acostarlo, la tapa queda de costado lo que puede dificultar su colocación. v. Bateas rectangulares o cilíndricas Rectangulares con tapa: • RR – 550 lt c/tapa (83x 67x 98.5 cm). • RR - 600 c/tapa (59.5x 59.5x 198 cm) Cilíndricos: • RC -1000 (Diámetro: 121 Altura: 122 Diámetro inferior: 110 cm). • Se puede solicitar el agregado de una llave/canilla. • A solicitud el fabricante puede realizar una abertura para que ingrese el conducto con el gas y sellarla con un costo adicional. • Debe utilizarse acostado para que entren más aves sin apilarlas unas sobre otras. • Para que permanezca de costado y no se mueva, se le deben colocar topes o algún soporte. • Desventaja: producto caro, el precio es muy superior a los anteriores. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 14 �Métodos alternativos al CO2 para el sacrificio sanitario Adición de anestésicos a los alimentos o al agua Como alternativa al uso de CO2 y para el refinamiento de la técnica de dislocación cervical, se sugiere realizar una adición de anestésicos a los alimentos o al agua. Esta puede ser una alternativa para las especies de paseriformes que se encuentran alojadas en jaulones. El producto anestésico (tiletamina/zolazepam, por ejemplo) puede añadirse a los alimentos o al agua de las aves. Las que estén sólo anestesiadas, pero no muertas, después de la ingestión requerirán que se les aplique otro método como, por ejemplo, la dislocación cervical o destrucción de la masa encefálica. Para un uso eficaz, los animales deberán ingerir rápidamente cantidades suficientes de anestésicos. Para ello, se recomienda dejar a los animales en ayuno o retirarles el agua durante una o dos horas antes. Este método, de acuerdo a las sugerencias de la OMSA, sólo es aplicable en aves adultas y no debe realizarse al aire libre, ya que otros animales pueden acceder accidentalmente a los alimentos o al agua medicada. Otras observaciones >> Puede presentar ventajas desde el punto de vista de la bioseguridad, en caso de que haya un número elevado de aves enfermas. >> Los resultados pueden variar, dado que no es posible regular la dosis ingerida con exactitud. Además, los animales pueden rechazar los alimentos o el agua adulterada debido a la enfermedad o al mal sabor. >> Se debe tener sumo cuidado al preparar y suministrar los alimentos o el agua tratada, al desechar sus restos y al eliminar los cadáveres contaminados. Dislocación cervical Las aves de traspatio inconscientes pueden ser sacrificadas mediante dislocación cervical (estiramiento del cuello), ya sea manual o mecánica. La técnica consiste en separar el cráneo y el cerebro de la médula espinal mediante la aplicación de presión sobre la base posterior del cráneo (ver figura 5), lo que provoca la muerte por anoxia cerebral, debido al cese de la respiración y/o del riego sanguíneo cerebral. La sobredosis de un anestésico disociativo administrado por vía intramuscular, como la tiletamina/zolazepam, o suministrado en el alimento o en el agua, debe emplearse para inducir un estado de inconsciencia profunda. Una vez alcanzado este nivel, puede procederse a la aplicación del método. Cuando se realiza correctamente, la dislocación cervical produce una rápida pérdida de la consciencia. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 15 �En situaciones en las que el número de aves a sacrificar es reducido y no se dispone de otros métodos, las aves conscientes con un peso inferior a 3 kg pueden ser sacrificadas mediante dislocación cervical. Este procedimiento puede aplicarse en gallinas y, dependiendo de su tamaño, también en patos y pavos. La dislocación cervical puede realizarse manualmente. Sin embargo, en aves de mayor tamaño —como gansos, pavos y, en algunos casos, patos— se requiere una mayor aplicación de fuerza. Por este motivo, se recomienda el uso de dispositivos de dislocación cervical asistida mecánicamente, que emplean brazos de palanca largos y un punto de contacto corto y estrecho sobre el cuello, lo que permite incrementar la eficacia del procedimiento. Para este fin puede utilizarse una pinza de Burdizzo. Figura 5. Procedimiento de dislocación cervical. Para obtener resultados consecuentes se necesita fuerza y técnica, por lo que el personal deberá descansar con regularidad para ser eficaz. Además, se requiere de agentes capacitados, que actúen de forma humanitaria. Las aves deben ser observadas hasta comprobar su muerte por la ausencia de reflejos del tronco cerebral. Para grandes concentraciones de aves es preferible recurrir a otros métodos de mayor velocidad de ejecución. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 16 �Procedimiento de la técnica 1. Sostenga al ave al revés, por encima de las rodillas, y afirme las piernas contra su cuerpo. 2. Sostenga la cabeza entre los dedos anular e índice a cada lado del cuello (en la base del cráneo) y doble la cabeza hacia atrás. 3. En un movimiento coordinado, aplicar fuerza creciente para estirar el cuello, hasta que la cabeza esté separada de la espina cervical del cuello. Inyección de barbitúricos y otros medicamentos Es una buena opción cuando las aves involucradas son de mayor porte, como es el caso de pavos y gansos. Por lo general, para la eutanasia se utiliza el pentobarbital sódico, administrado por vía intravenosa o intraperitoneal (seguir las indicaciones según prospecto). La administración por vía intravenosa provoca una muerte más rápida; no obstante, en muchas especies la vía intraperitoneal resulta más sencilla de aplicar, lo que permite reducir el estrés asociado a la manipulación (ver figura 6). Cabe señalar que el pentobarbital sódico puede generar irritación del peritoneo, efecto que puede evitarse mediante su dilución. La inyección intracardiaca debe emplearse exclusivamente cuando el animal se encuentra completamente anestesiado, dado que se trata de un procedimiento altamente doloroso. Por su parte, la administración intracefálica a través del foramen magnum es eficaz en aves de gran tamaño y de corral, aunque requiere la intervención de personal con experiencia técnica. Figura 6. Lugar recomendado para realizar la inyección en aves. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 17 �Los frascos de anestésicos y barbitúricos a utilizar deberán ser transportados en cajas cerradas con algún sistema de seguridad (candado, llave u otro mecanismo de cerrado). La misma debe ser manipulada únicamente por el agente oficial actuante, sin quedar al alcance de ninguna otra persona. Los frascos deben sacarse sólo al momento de ser utilizados y ser guardados inmediatamente después. Decapitación La decapitación implica el corte de la cabeza por el cuello, utilizando una cuchilla afilada. Como la actividad cerebral puede continuar hasta 30 segundos posteriores a la decapitación y es posible que el ave no quede inconsciente de inmediato, se deben suministrar anestésicos antes de iniciar el sacrificio. La decapitación produce la muerte por isquemia cervical. Las actividades motoras que se producen tras la pérdida de postura, aunque sean potencialmente angustiosas para los observadores, no son percibidas por un animal inconsciente como dolor o angustia. El pataleo reflejo en animales inconscientes puede confundirse con actividad consciente y puede producirse incluso después de la decapitación, ya que los circuitos neurológicos implicados en la marcha se localizan en la médula espinal. El material a utilizar —guillotina o cuchillo— debe mantenerse en óptimas condiciones de funcionamiento, bien afilado y correctamente limpio. En aves pequeñas, de un peso menor a 200 gramos, la decapitación se realiza con tijeras de disección: se secciona la articulación atlanto-occipital, separando la cabeza del cuello, y se aplica un corte firme y rápido. >> Ventajas: La técnica es eficaz y no necesita ser controlada. >> Desventajas: Los fluidos corporales contaminan la zona de trabajo. El animal puede sentir dolor si no hay pérdida inmediata del conocimiento. Para aves de corral, se recomienda contar con una superficie elevada (mesa o tabla) a fin de realizar la decapitación sobre la misma y contar con un recipiente debajo para contener los fluidos corporales de las aves. Para evitar el derrame de líquidos se recomienda la utilización de un embudo que ayude a la contención de los mismos. Es importante tener en cuenta que las aves sacrificadas por este método deben ser depositadas en bolsas o contenedores (tambor) que no filtren los líquidos al ambiente hasta. Al finalizar el sacrificio de todas las aves, los cadáveres (y su sangre) deben ser trasladados en estos contenedores hacia el espacio determinado para su enterramiento. Los recipientes utilizados para la contención de fluidos y los cadáveres deben ser debidamente lavados y desinfectados en el mismo establecimiento. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 18 �En la granja, se puede utilizar el cono como dispositivo de inmovilización, introduciendo a las aves boca abajo a través del agujero, de manera que su cabeza quede expuesta y al descubierto. Cono para inmovilizar. El tiempo durante el que se inmoviliza a las aves en un cono debería ser el menor posible antes del aturdimiento (no superar los dos minutos en pavos, gansos y patos, o un minuto para las demás aves de corral). Para calmar al ave, se recomienda mantener contacto manual con la misma durante los primeros segundos que esté en el cono. Desangrado El ave debe colocarse en el cono que la inmoviliza, para evitar lesiones. Luego, con cuchillos limpios y desinfectados (agua clorada), se procede al corte de grandes vasos del cuello para causar el desangrado, debiendo el ave permanecer un mínimo de 3 minutos en este estado para asegurar la efectividad del método. La sangre debe recolectarse en un recipiente para tal fin. Técnica de desangrado. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 19 �Arma de fuego Este método en aves no está aprobado por la OMSA. Además, la pérdida de fluidos corporales puede representar un riesgo para la bioseguridad. Sin embargo, la American Veterinary Medical Association (AVMA) aprueba su uso en ratites (ñandúes, avestruces y otras aves emparentadas de gran porte). Nota: Es de suma importancia efectuar una recorrida exhaustiva de la totalidad del predio (sin excepción), con el objetivo de verificar y asegurar que no permanezcan aves vivas, cadáveres, ni materiales utilizados que deban ser eliminados. Todo elemento que represente un riesgo sanitario deberá ser identificado y dispuesto, conforme a lo establecido en los protocolos vigentes, sin dilación ni omisión. Eliminación de los cadáveres Existen diferentes métodos para eliminar las aves muertas, desechos y otros desperdicios. Preferentemente, se debe proceder al enterramiento en el mismo establecimiento u otro espacio adecuado para este fin, aprobado previamente por el Senasa. Cuando nos es posible o conveniente el enterramiento, la mejor opción es elaborar compostas o recurrir a la incineración. Los huevos u otro material orgánico contaminante (guano, cama de galpón, restos de alimentos, productos, basura, etc.) deben recogerse con cuidado, a fin de que se elimine junto con los cadáveres. Enterramiento El enterramiento es el procedimiento más adecuado para la eliminación de animales y otros elementos de riesgo, ya que generalmente es cómodo, económico, rápido y seguro. No obstante, es necesario considerar los siguientes factores para la toma de decisiones: • Los lugares para el entierro deben contar con la aprobación de la autoridad competente del lugar. • Disponibilidad del terreno para reducir al mínimo la distancia a través de la cual se transporta el material infectado. Es apropiado que el enterramiento se realice en la misma granja. • Tipos de suelos (los rocosos pueden imposibilitar la actividad) y pendientes. • Profundidad del manto freático. • Presencia de tuberías de agua, gas, electricidad, drenaje, cable de telefonía u otras. • Disponibilidad de la máquina retroexcavadora, camiones de volteo, tractores, así como su accesibilidad al terreno. • Presencia de corrientes de aguas como canales, arroyos, ríos u otros. • Posibilidad de inundación del terreno. Otra opción que podría resultar adecuada es optar por un lugar de enterramiento común para varias granjas, en una zona determinada. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 20 �Para la construcción de la fosa, debe utilizarse maquinaria pesada, como camiones de volteo, tractores, excavadoras y retroexcavadoras, entre otras. Asimismo, antes de iniciar su construcción, es importante considerar: • El tamaño, en función del número y peso de las aves. • Para su llenado se debe calcular 600 kg/m3 de fosa. • No debe ser muy ancha (inferior a 6 metros). • Debe ser larga, con la posibilidad de irse rellenando por fracciones. • Es conveniente dejar un terraplén por el frente, para que pueda ingresar el vehículo con los cadáveres o los residuos. • Se debe dejar un metro entre las aves sacrificadas y el piso superior (relleno). • Se puede construir más de una fosa, previendo que no se cruce con alguna que esté llena. En las fosas, también se debe depositar restos de alimentos, excretas, huevos, basura y material que no garantice la desinfección. El peso del lote de aves que será preciso enterrar depende del tipo de producción (pollos, gallinas, pavos, patos, gansos, etc.). La edad de las aves o las semanas de cría pueden ser provistas por el propietario, por técnicos especializados en avicultura o bien obtenerse de tablas. Un kilogramo de peso tiene un volumen promedio de 0,06242 m3. El volumen de la fosa se debe calcular multiplicando el valor anterior por el peso medio y la cantidad promedio de aves alojadas. Se recomienda cubrir la fosa con láminas geotextiles o nylon para evitar la contaminación del manto freático. Posteriormente, depositar los cadáveres, cubrirlos con 40 centímetros de tierra y colocar sobre la misma una capa uniforme de hidróxido de calcio (Ca (OH)2) antes de finalizar el llenado. Los cadáveres no se deben cubrir directamente con cal, ya que esta retrasa su descomposición. Incineración Es el método menos recomendable para la eliminación de una gran cantidad de aves, principalmente por su elevado costo y por el tiempo que se requiere. Sin embargo, si por alguna razón fuera necesario realizar este método, se debe considerar: • Aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección del ambiente. • Disponibilidad de agua o material contra incendios. • El método no puede realizarse en épocas de lluvias. • Se requiere gran cantidad de combustible. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 21 �• Se requiere de un acomodo especial de los cadáveres para asegurar una buena incineración. • Una inadecuada incineración aumenta el riesgo de escape de virus, al dejar cadáveres semiquemados. • Un error puede generar accidentes personales, locales o ambientales. • Las cenizas deben enterrarse o llevarse a un relleno sanitario. • El método provoca severa contaminación ambiental. • Se deben utilizar hornos crematorios convencionales cuando se trate de pocas aves sacrificadas. Compostaje El compostaje es un proceso de descomposición controlada de la materia orgánica. La descomposición ocurre en un ambiente aerobio en presencia de determinadas condiciones de pH, temperatura y humedad, en la cual microorganismos mesófilos y termófilos elevan la temperatura por un tiempo determinado permitiendo así la inactivación viral. Este método puede ser alternativo al enterramiento en sitios en que, por razones de legislación o alto nivel de las napas freáticas, no se permita el enterramiento. Para su planeamiento, se deben considerar la disponibilidad de materiales necesarios para su realización (ej.: fuente de carbono como paja), su ubicación y el tiempo requerido para la inactivación viral a temperaturas adecuadas (15 días a temperaturas mayores a 62ºC). Se puede realizar luego una eliminación definitiva, enterrando el compost. Limpieza y desinfección La infraestructura, elementos y maquinarias existentes en la unidad epidemiológica (instalaciones, comederos, bebederos, nidales, jaulas, almacenes de alimentos y utensilios, depósito de alimento, depósito de agua, botas, etcétera) deben ser sometidas a limpieza y desinfección, con productos autorizados por el Senasa. El personal oficial actuante debe resguardar y asegurar las medidas de bioseguridad al ingreso y egreso del predio. El procedimiento debe quedar constatado en el SIGACTAS (o el sistema informático que el organismo sanitario considere a futuro) y podrá registrarse en el acta de sacrificio, en caso que ambos procedimientos se realicen en el mismo día; o en el “Acta de limpieza y desinfección” del sistema SIG (ver anexo 5), debiéndose cargar en el AS de “Brote de Influenza Aviar H5”. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 22 �Cierre del brote Se efectuará el cierre del brote y levantamiento de la interdicción cuando hayan finalizado las tareas de sacrificio sanitario, enterramiento, limpieza y desinfección. Estas acciones se deberán registrar mediante un Acta de Constatación en SIGACTAS. La misma se carga en sistema dentro del AS “Inspección de Predio/ Establecimiento Avícola” (ver anexo 3) y subir la documentación correspondiente. Luego se procederá a bajar el AS de “Brote de Influenza Aviar H5”, con la fecha del cierre del brote. Nota: Si durante las inspecciones se observan aves enfermas o muertas debido al ingreso de aves silvestres o domésticas (accidental), se debe proceder como una atención de sospecha. Área de prevención El área de prevención (AP) en la que se detecta un brote de IA H5/H7 en aves no de corral será delimitada por el Senasa a través de la Dirección Nacional de Sanidad Animal, en coordinación con el Centro Regional correspondiente a la jurisdicción donde se registró el brote. Dicha área tiene por finalidad la implementación de medidas de biocontención y la ejecución de actividades de vigilancia epidemiológica. El área de prevención estará determinada a partir de un análisis de riesgo integral, el cual considera factores epidemiológicos, productivos y ambientales, con el fin de definir de manera adecuada el alcance de las medidas de vigilancia, control y bioseguridad necesarias para prevenir la diseminación del virus. Deberá informarse de manera inmediata la confirmación de la situación sanitaria a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves que se encuentren involucrados dentro del área de prevención. El objetivo de esta comunicación es que los profesionales refuercen las medidas de manejo, higiene y bioseguridad en los establecimientos bajo su supervisión, y promuevan activamente la importancia de la notificación temprana de cualquier signo compatible con influenza aviar ante el Senasa. Las tareas sanitarias a implementar, así como la duración del mantenimiento del área bajo medidas de prevención, serán definidas por la DNSA en función de los criterios técnicos y sanitarios aplicables a cada caso. La comunicación de las acciones a implementarse será mediante comunicación oficial a través del Sistema de Gestión Documental Electrónica (GDE). El área recuperará su condición de libre una vez declarado el cierre oficial del brote, siempre que durante el período establecido por la autoridad competente se haya ejecutado la vigilancia epidemiológica, sin la aparición de nuevos eventos sanitarios. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 23 �El Senasa será el responsable de llevar a cabo la vigilancia, pudiendo delegar dicha función a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves, según la Resolución N.° 468/2025 Acciones en predios de aves de traspatio Se deberá realizar un rastrillaje epidemiológico y visitar los predios comprendidos en la zona, para verificar la existencia de aves, signos clínicos, coordenadas geográficas, entre otros aspectos. En caso de no contar con registro ante el Senasa, se deberá asignar un número de RENSPA. El tipo de vigilancia (clínica, serológica o molecular) a implementar será determinada por la Dirección Nacional de Sanidad Animal mediante comunicación oficial. Luego de cada visita a establecimientos, se deberá dar cuenta de la actualización mediante un Acta de Constatación y subirla al AS de “Inspección de Predio/Establecimiento Avícola” (ver anexo 3). En caso de encontrar nexo epidemiológico o presencia de aves con mortandad y/o síntomas compatibles al momento de la inspección, se debe proceder a la actuación de sospecha de enfermedad denunciable. Acciones en establecimientos de aves de corral En los establecimientos de producción avícola industrial involucrados se dispondrá el bloqueo de todos los movimientos de ingreso y egreso, así como de las actividades de autogestión, hasta tanto el Senasa, como autoridad sanitaria competente, lo autorice expresamente. En cada establecimiento inspeccionado se deberán asentar las acciones realizadas mediante la confección de un Acta de Constatación en SIGACTAS, verificando el cumplimiento de las medidas de manejo, higiene y bioseguridad vigentes. Dicha acta deberá ser cargada en el aplicativo AS “Inspección de Predio/Establecimiento Avícola” (ver anexo 3). En caso de detectarse la existencia de nexo epidemiológico o la presencia de aves con mortandad y/o signos clínicos compatibles durante la inspección, se deberá proceder de inmediato conforme al protocolo de actuación ante sospecha de enfermedad de denuncia obligatoria. La vigilancia sanitaria a implementar en el área de prevención será definida por la Dirección Nacional de Sanidad Animal mediante comunicación oficial, pudiendo esta delegar su ejecución en veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar Avícola, conforme a lo establecido en la Resolución SENASA N.º 468/2025. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 24 �Vigilancia epidemiológica en el área de prevención Vigilancia clínica Es un componente de la vigilancia sanitaria, que consiste en la observación sistemática y continua del estado de salud de los animales, con el fin de detectar de manera temprana la presencia de signos clínicos, aumento de morbilidad o mortalidad, o cualquier manifestación compatible con enfermedades de importancia sanitaria. En el ámbito de la sanidad animal, la vigilancia clínica se basa en la inspección directa de los animales, la evaluación de parámetros productivos y el análisis de cambios en el comportamiento o en la presentación clínica habitual de las poblaciones bajo seguimiento. Esta actividad puede ser realizada por un veterinario oficial o acreditado, y/o por los productores de los establecimientos, quienes deben notificar de forma inmediata a la autoridad sanitaria ante la detección de hallazgos sospechosos. Su finalidad principal es identificar precozmente los eventos sanitarios relevantes, activar oportunamente los mecanismos de notificación y respuesta, y contribuir a la prevención de la diseminación de la enfermedad. Vigilancia serológica El procedimiento se implementará conforme a la frecuencia establecida, según las indicaciones de la DNSA. Cabe destacar que dicha vigilancia estará a cargo del sector privado, de acuerdo con lo dispuesto en la Resolución Senasa Nº 468/2025 contemplando las siguientes consideraciones: • Cantidad de aves a muestrear: aves de corral 20. Aves no de corral : hasta 10 • Tipo de muestras: suero. • Materiales: • Viales tipo Eppendorf (estériles). • Jeringas estériles de 2,5 ml a 3 ml. • Agujas dependerá de la especie a muestrear. • Guantes. • Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. • Conservadora y refrigerantes. Procedimiento para la extracción de sangre Para punción de la vena cubital (ala) se deberá colocar el ave en posición de decúbito lateral, extender el ala, mojar con algodón húmedo las plumas y/o levantarlas sobre la cara ventral de la base ósea de eje humeral, identificar la vena la cubital (vena del ala), presionar para ingurgitarla y extraer como mínimo 2.5 ml de sangre. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 25 �Para obtener un suero sin hemólisis, se deberá transferir cuidadosamente la sangre de la jeringa al tubo, dejando que la misma escurra por su pared lateral. Además, es muy importante evitar agitar los tubos mientras se deja que la sangre repose para separar el suero. Los sueros deben mantenerse refrigerados entre +2 °C y +8 °C, desde el momento de su obtención hasta su envío al laboratorio. Este proceso no debe superar las 72 horas, siendo lo ideal completarlo dentro de las primeras 24 horas. Vigilancia molecular El procedimiento para la toma de muestras y la correspondiente carga del acta en el SIGATM deberá ajustarse a las directrices impartidas por la DNSA y contemplar las siguientes consideraciones: • Cantidad de aves a muestrear: aves de corral 20. Aves no de corral hasta 10. • Tipo de muestras: hisopado traqueal, hisopado orofaríngeo o hisopado cloacal. • Materiales: - Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. - Hisopos estériles de dacrón, rayón o fibra de poliéster (no de algodón ni de alginato de calcio) con palillo de plástico (no madera). - Tubo de polipropileno transparente, fondo redondo, dimensiones 11 x 55 mm, volumen de 3 a 4 ml. Tapón a presión con aletas o tapón a rosca. - Medio de transporte viral o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9 %, estéril o PBS. - Tijera para corte de los cabos de hisopos. - Conservadora y refrigerantes. Extracción de las muestras • Hisopado: es necesario elegir una opción (traqueal u orofaríngeo). Se debe realizar uno por ave. Para el hisopado traqueal, el veterinario actuante debe levantar la cabeza del ave, abrir el pico, extraer suavemente la lengua (para hacer más visible el orificio traqueal) e introducir el hisopo en la tráquea, girándolo dos o tres veces. Luego se deberá cortar de inmediato la extremidad del hisopo que estaba en contacto con la mano y sumergir el resto en el tubo previamente identificado. Si se opta por el hisopado orofaríngeo, el profesional debe levantar la cabeza del ave, abrir el pico y movilizar el hisopo 3 a 4 veces tomando contacto con las paredes de la cavidad orofaríngea. Luego deberá cortar de inmediato la extremidad del hisopo que estaba en contacto con la mano y sumergir el resto en el tubo previamente identificado. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 26 �Se deberá remitir un pool de 5 hisopos por tubo. Los hisopos deben estar sumergidos en el medio de transporte viral; o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9 %, estéril o PBS estéril hasta cubrir la cabeza (de 3 a 5 ml por pool). Consideraciones para la carga de protocolo de toma de muestra en SIGATM • Área: Programa de sanidad avícola. • Motivo: Muestreo aves. • Submotivo: Muestreo en área de prevención. • Observaciones: colocar el número de protocolo de enfermedad denunciable correspondiente al brote. • Matriz: hisopados. • Muestras: identificar de manera clara los pooles, señalando qué tipo de hisopado y que cantidad corresponde. • Grupo de análisis: diagnóstico molecular de influenza aviar (tildar RTPCR en tiempo real gen M). • Laboratorio: SENASA – Dirección General de Laboratorios y Control Técnico. Acondicionamiento de las muestras Embalaje primario a. El recipiente primario debe ser hermético. b. En el caso de que se envíen varios recipientes primarios, cada uno de ellos deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. c. Cuando se calcule el volumen de las muestras que se van a enviar, también se deberá tener en cuenta el volumen del medio de transporte. d. Las muestras se deben colocar de tal forma que no se produzcan derrames. e. Las muestras identificadas individualmente –correspondientes a un mismo predio– se deben colocar en una bolsa de nylon o bolsa conservadora, identificando esta última con el N.° de Renspa o titular del predio. f. Se debe colocar refrigerantes en cantidad suficiente, consideran do el tiempo de duración del transporte; cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor sea el espacio “libre” en la conservadora, mayor será el tiempo en que las muestras se mantengan refrigeradas. Embalaje secundario a. El recipiente secundario debe ser hermético. b. El embalaje debe contener material absorbente suficiente para embeber todo el contenido de los embalajes primarios, en caso de rotura o filtraciones. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 27 �Embalaje terciario a. Se deberá acondicionar el embalaje primario y secundario dentro del terciario, de forma tal que evite roturas y derrames. b. En este recipiente se debe incorporar, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor del embalaje secundario. En caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que ocasionen la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje deberá ser a prueba de goteo. c. El embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. d. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente considerando el tiempo de duración del transporte; cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor sea el espacio “libre” en la conservadora, mayor será el tiempo en que las muestras se mantengan refrigeradas. e. En el exterior de la caja debe adherirse un sobre de polietileno con los protocolos correspondientes a las muestras remitidas. Envío de las muestras Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas a un laboratorio oficial mediante 3 alternativas: 1. Si los centros regionales cuentan con laboratorios con mesas de entrada de muestras (MEM) propias, deberán entregarse en estas a los efectos de que sean remitidas a la MEM de la Dirección de Laboratorio Animal (DILAB). 2. De no contar con laboratorios con MEM propias, las conservadoras deben ser despachadas directamente con destino a la MEM de la DILAB, ubicada en Talcahuano 1660, Martínez (CP 1640), Provincia de Buenos Aires. 3. Entrega puerta a puerta al Laboratorio Animal en Martínez, con recepción durante las 24 horas. En caso de entrega puerta a puerta, se deberá informar en simultáneo vía correo electrónico a los responsables de recibir las muestras en Martínez. Nota: Quien envíe el correo electrónico desde los correos institucionales, deberá indicar nombre y apellido del remitente ya que, en ocasiones, es necesario transmitir información o hacer consultas por datos faltantes. Si se remiten mediante transporte terrestre o aéreo, una vez obtenido el N.° de Guía que entrega la empresa se deberá enviar por correo a los responsables de recibir las muestras en Martínez el formulario para informar el despacho y la solicitud de retiro de las conservadoras enviadas. Cabe aclarar que para informar entregas “puerta a puerta”, el formulario de despacho cuenta con un campo específico para indicar dicha modalidad de envío. Las muestras se podrán recibir de lunes a jueves, de 08:30 a 14:30 horas, y los viernes de 08:00 a 12:00 horas. Fuera de ese horario, se deberá entregar en la guardia. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 28 �Listado de contactos del laboratorio AREA Coordinación administrativa MEM Laboratorio Martínez Envíos y retiros de encomiendas MEM Laboratorio Martínez Recepción puerta a puerta MAIL logisticadilab@senasa.gob.ar CORPORATIVO - (11) 4874 6700 TELÉFONO - Int. 2794. acardozo@senasa.gob.ar - (11) 5155 5139 - #379 mgirgenti@senasa.gob.ar - mesalabadm@senasa.gob.ar - (11) 3685 4523 - (11) 2270 6127 - Int. 2762/2763. - Int. 2662/2603. - (11) 4874 6762 - Int. 2603. bcarrera@senasa.gob.ar - Int. 2719. Cuadro modalidad de envíos MODALIDAD COMUNICACIÓN Informar envío a: Puerta a puerta - Ana Cardozo: acardozo@senasa.gob.ar - Marcelo Girgenti: mgirgenti@senasa.gob.ar - MEM: mesalabadm@senasa.gob.ar - Bárbara Carrera Ojeda: bcarrera@senasa.gob.ar Enviar el formulario para informar el despacho y la solicitud de retiro de las conservadoras enviadas: Transporte - Ana Cardozo: acardozo@senasa.gob.ar - Marcelo Girgenti: mgirgenti@senasa.gob.ar - Logística: logisticadilab@senasa.gob.ar Contactos Programa de Sanidad Aviar • Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar • Teléfono de contacto: (011) 4121-5409. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 29 �Anexos Anexo 1 - Actas que se deben cargar en el SUR con el antecedente sanitario correspondiente a cada momento de la detección de IAAP. Confirmación de brote Actividades dentro del período de vigilancia Tipo de antecedente BROTE DE INFLUENZA AVIAR H5 Documentación para adjuntar en cada AS Fecha de baja Orden de análisis con resultado positivo Fecha de la orden de análisis Formulario de encuesta epidemiológica Fecha de realización de la encuesta Acta de sacrificio (incluye limpieza y desinfección) INSPECCION DE PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVICOLA Fecha de alta Acta constatación de Cierre de brote Acta de constatación de levantamiento de interdicción Fecha inicio sacrificio Fecha fin de limpieza y desinfección Fecha de cierre de brote (la misma que fin de limpieza y desinfección) Fecha de realización de levantamiento. Anexo 2 - Actas que se deben cargar en el SUR con el antecedente sanitario correspondiente al momento de la atención la sospecha de IA. Atención de la sospecha Tipo de antecedente Documentación para adjuntar en cada AS OActas toma de muestra (SIGATM) AVES MUESTREO SOSPECHA DE I.AVIAR/ENC Acta constatación (constatando existencias, signos clínicos e interdicción) Fecha de alta Fecha de baja Fecha toma de muestra Fecha de emisión de resultado Fecha de realización de acta GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 30 �Anexo 3 Se deberá considerar la carga del correspondiente antecedente sanitario, según lo observado al momento de la inspección según el siguiente cuadro. ANTECEDENTE SANITARIO Inspección predio/establecimiento avícola - sin inconsistencias MOTIVO Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral no se encuentra inconsistencias al cumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019. Si el predio es de aves de traspatio se debe cargar cuando visita el mismo. Se debe cargar cuando al momento de la vi- Inspección predio/establecimiento sita al predio de aves de corral se encuentra avícola - con inconsistencias gra- inconsistencias graves en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019 o en ves caso de visitar predio de aves de traspatio y observa que convive con producción industrial. Inspección predio/establecimiento avícola - con inconsistencias moderadas Inspección predio/establecimiento avícola - con inconsistencias leves Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral se encuentra inconsistencias moderadas en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019. Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral encuentra inconsistencias leves en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019. GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 31 �Anexo 4 - Acta de sacrificio sanitario Acta de sacrificio de aves y/o destrucción de productos y subproductos avícolas SENASA -SIGACTAS (Cfr. Art. 14 del ANEXO aprobado por art. 1º del Decreto 776/2019) CUVE: 6237766 NÚMERO DE ACTA: 0000000037766 INDIVIDUALIZACIÓN Y CONSTATACIÓN Siendo __:__hs, del __ día del mes de________________ del 20___, el funcionario del SENASA: __________________________________ ___________________ , cuil: ____-___________-___ , se constituyen en el RENSPA Nº ___________________________________ el cual desarrolla la actividad de AVE TRASPATIO [ ] /AVE COMERCIAL [ ] , sito en la calle ____________________________________________ ______ , ubicado en la localidad de ______________________________________, departamento de ______________________, provincia de ____________________, titularidad atendidos por de ____________________________________, C.U.I.T./C.U.I.L. Nº ____-___________ -___, siendo _____________________________________, D.N.I./L.E./L.C. Nº ___________________ en calidad de _________________________ .Con la finalidad de dar continuidad al Acta de Toma de Muestras CUVE N° ________________________de fecha ____/____/20___, habiendo recibido el resultado de POSITIVO A INFLUENZA AVIAR (H5/H7) protocolizada bajo el Protocolo Nº_________________, y cuyos resultados de laboratorio se registran con la Orden de Análisis Nº___________________________, como medida de prevención sanitaria, de conformidad con las facultades conferidas en la Resolución ex MAGyP Nº 38/2012 SE PROCEDE AL SACRIFICIO DEL TOTAL DE LOS ANIMALES constatados (sanos y enfermos) siendo un total de (________________) animales y/o a la destrucción de los PRODUCTOS/SUBPRODUCTOS constatados siendo un total de (______________________) cajones/unidades. Dicho procedimiento inicio el día ____/____/20____ a las ___:___ hs. y finalizo el día ____/____/20____ a las ___:___hs., cuyas cantidades se detallan a continuación: (Completar el dato edad solamente en AVES COMERCIALES) (Especie / categoría)___________________edad _________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. (Especie / categoría)___________________edad __________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. (Especie / categoría)___________________edad _________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. (Especie / categoría)___________________edad __________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. (Especie / categoría)___________________edad _________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. (Especie / categoría)___________________edad __________ (días /semanas), (_____________) animales sanos, (_____________) animales enfermos y (______________) muertos antes del sacrificio. HUEVOS FÉRTILES _______________ (unidades). HUEVOS FRESCOS_______________ (cajones /unidades). (Agente del SENASA) ___________________________________ ___________________________________ Firma y Aclaración Firma y Aclaración Testigo Interesado y/o Propietario 1/2 GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 32 �Anexo 5 - Acta de limpieza y desinfección Acta de Limpieza y Desinfección SENASA -SIGACTAS (Cfr. Art. 14 del ANEXO aprobado por art. 1º del Decreto 776/2019) CUVE: 6237766 NÚMERO DE ACTA: 0000000037766 INDIVIDUALIZACIÓN Y CONSTATACIÓN Siendo __:__hs, del __ día del mes de________________ del 20___, el funcionario del SENASA: __________________________________ ___________________ , cuil: ____-___________-___ , se constituyen en el RENSPA Nº ___________________________________ el cual desarrolla la actividad de AVE TRASPATIO [ ] /AVE COMERCIAL [ ] , sito en la calle ____________________________________________ _____________________ , ubicado en la localidad de ___________________________________________, ______________________, provincia de _________________________, titularidad departamento de de _________________________________________ _____________, C.U.I.T./C.U.I.L. Nº ______-____________ -____, siendo atendidos por _________________________________________, D.N.I./L.E./L.C. Nº ___________________ en calidad de _________________________ .Con la finalidad de dar continuidad al Acta de Toma de Muestras CUVE N° ________________________de fecha ____/____/20___, habiendo recibido el resultado de POSITIVO A INFLUENZA AVIAR (H5/H7) protocolizada bajo el Protocolo Nº__________________, y cuyos resultados de laboratorio se registran con la Orden de Análisis Nº_________________________, se procede a la primera [ ] / segunda [ ] / tercera [ ] LIMPIEZA - DESINFECCIÓN DE LAS INSTALACIONES, actividad que inició el día __/___/20___ a las ___:___ horas y finalizó el día __/___/20___ a las ___:___ horas .- Se notifica por este acto que el presente procedimiento se realiza en el marco de la Emergencia Sanitaria declarada por la Resolución SENASA Nº 147 de fecha 15 de febrero de 2023, en virtud de la Ley 3959 y sus modificatorias y la Ley 27.233 y su Decreto Reglamentario 776/2019. Se labra la presente acta en DOS (2) ejemplares de un mismo tenor y a un solo efecto, de las cuales todas sus copias son firmadas en original, que previa lectura se firman de CONFORMIDAD/ DISCONFORMIDAD / NO FIRMA con los términos vertidos en la misma por parte del/los funcionario/s del Servicio interviniente/s, el inspeccionado y en su caso los testigos. Se deja Expresa constancia que el inspeccionado recibe UNA (1) Copia de todo lo actuado, quedando debidamente NOTIFICADO.- (Agente del SENASA) ___________________________________ ___________________________________ Firma y Aclaración Firma y Aclaración Testigo Interesado y/o Propietario 1/1 GUÍA OPERATIVA. INFLUENZA AVIAR EN AVES NO DE CORRAL (TRASPATIO). PLAN DE CONTINGENCIA 33 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guía operativa. Influenza aviar en aves no de corral (traspatio). Plan de contingencia Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2026 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Programa Nacional de Sanidad Aviar Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0199 Abstract A summary of the resource. El presente documento tiene como objetivo establecer los lineamientos técnicos destinados al personal profesional del Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa), en relación con las estrategias, medidas sanitarias, acciones y actividades generales que deberán adoptarse ante la confirmación de uno o más brotes de influenza aviar (IA), subti-pos H5 o H7, en aves de traspatio (no comerciales) dentro del territorio de la República Argentina. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Marco legal: referencias normativas y recomendaciones internacionales Glosario conceptual La enfermedad Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias Estrategia sanitaria y procedimientos de respuesta Procedimiento de atención y seguimiento de influenza aviar tipo a H5H7 en aves de traspatio Medidas sanitarias en el brote Cierre del brote Area de prevención Vigilancia epidemiológica en el área de prevención Contactos Anexos Enfermedades de las Aves Influenza Aviar https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/5a7c417d73cb54c9539b576055764d14.pdf cefc722553a1fb17dd03ff75b2363f89 PDF Text Text GUÍA OPERATIVA Influenza aviar en aves de corral Plan de contingencia Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �CONTENIDO Introducción Marco legal: referencias normativas y recomendaciones internacionales Glosario conceptual La enfermedad Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias Estrategia sanitaria y procedimientos de respuesta Procedimiento de atención y seguimiento de influenza aviar tipo a H5H7 en aves de corral Consideraciones generales Equipo de protección individual Medidas sanitarias en el brote Medidas sanitarias en la Zona de Control Sanitario Procedimiento de muestreo - Establecimientos dentro de la ZCS Vigilancia molecular Vigilancia serológica Acondicionamiento de las muestras Envío de las muestras Sacrificio sanitario y disposición final de las aves Sacrificio sanitario Consideraciones generales Captura previa al sacrificio de las aves Métodos para el sacrificio de aves 5 5 6 8 9 9 9 9 10 12 14 18 18 19 19 20 22 22 22 23 25 Gasificación con dióxido de carbono (CO2) 25 Sistema de espuma de alta hermeticidad 29 Dislocación cervical 30 Electrocución 31 Agentes inyectables Adición de anestésicos a los alimentos o al agua 31 Decapitación Desangrado 32 Eliminación de los cadáveres Enterramiento Incineración 31 33 33 33 35 �Compostaje Eliminación de la cama, deyecciones de aves o productos avícolas Medidas higiénico-sanitarias para el sacrificio y eliminación Biodigestor Procedimiento de limpieza y desinfección Limpieza Desinfección 35 36 36 36 37 37 37 Desinfectantes y productos químicos recomendados 38 Registro 44 Anexos Anexo 4 Anexo 5 Anexo 6 Contacto 39 41 43 44 49 �Introducción El presente documento tiene como objetivo proporcionar información técnica al personal profesional del Senasa sobre las estrategias, medidas sanitarias, acciones y actividades generales que debe realizar el Servicio ante la confirmación de uno o más brotes de influenza aviar (IA) en aves de corral en la República Argentina. Resulta igualmente esencial que veterinarios acreditados en sanidad y bienestar aviar, técnicos, productores –así como cualquier persona involucrada en la avicultura– conozcan los procedimientos que implementará el Senasa como servicio veterinario oficial (SVO) en caso de presentarse IA H5/H7: el propósito es trabajar conjuntamente para fortalecer las acciones para el control y eliminación del virus. Atento a lo mencionado, es responsabilidad exclusiva de los veterinarios acreditados en sanidad y bienestar aviar y de las empresas avícolas la elaboración y aplicación de un plan de contingencia propio, adecuado a las particularidades de cada establecimiento. El plan debe ser diseñado según los lineamientos y valores establecidos en la presente guía operativa. El mismo deberá prever los insumos necesarios y los contactos para la notificación inmediata, así como también los procedimientos para la ejecución del sacrificio sanitario y el posterior enterramiento. Este último procedimiento incluye la disposición adecuada de las aves muertas, de sus productos y subproductos (huevos, cama, plumas, plumones, guano, alimento, entre otros) y de todos los equipos de trabajo utilizados durante las tareas (mamelucos, cubrebotas, cofias, etc.). Además, deberá garantizar la correcta limpieza y desinfección de las instalaciones, asegurando así el cumplimiento integral del protocolo sanitario. Marco legal: referencias normativas y recomendaciones internacionales El marco legal que sustenta las acciones vinculadas a la sanidad aviar y la respuesta ante enfermedades está compuesto por un conjunto de leyes, decretos y resoluciones vigentes en la República Argentina, así como también por recomendaciones internacionales. >> Ley N.° 22.421. Establece las competencias sanitarias entre las jurisdicciones provinciales y nacionales, en línea con la legislación vigente. >> Ley N.° 27.233. Declara de interés nacional la sanidad animal y vegetal, así como la prevención, control y erradicación de enfermedades y plagas que afecten la producción agropecuaria, la flora y la fauna. Designa al Senasa como autoridad de aplicación, responsable de planificar, ejecutar y controlar las acciones sanitarias en todas las etapas de la producción, transformación, transporte, comercialización y consumo de agroalimentos, incluyendo producciones familiares y artesanales. >> Ley N.° 27.342. Amplía el alcance de la Ley N.° 3.959 extendiendo la defensa sanitaria a todas las especies animales, incluso aquellas que no se consideran “ganado”, siempre que el Poder Ejecutivo las incluya en la nomenclatura sanitaria correspondiente. 5 �>> Ley de Policía Sanitaria Animal N.° 3.959. Establece la defensa de los ganados en la República Argentina frente a la introducción de enfermedades contagiosas exóticas. >> Resolución Senasa N.° 779/1999. Aprueba el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias que establece los niveles, estructuras, responsabilidades y funciones para la gestión de emergencias sanitarias por enfermedades exóticas, persistentes o situaciones epidemiológicas de riesgo en el país y en naciones limítrofes. >> Resolución Senasa N.° 153/2021. Determina la obligatoriedad de notificar de forma inmediata al Senasa la sospecha de enfermedades incluidas en el Grupo I, entre ellas la influenza aviar. >> Resolución Senasa N.° 466/2025. Aprueba el Plan de Contingencia para Influenza Aviar (IA) como herramienta específica para la gestión de brotes. >> Código Sanitario de los Animales Terrestres - Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA). Proporciona directrices y recomendaciones internacionales para la prevención, control y erradicación de enfermedades animales, armonizando las acciones nacionales con los estándares internacionales. Capítulos 7.6 y 10.4. Glosario conceptual - Área de prevención (AP): corresponde a un área territorial donde se detecta un brote de IA H5/H7 en aves no de corral, cuyos límites son determinados por el Senasa y tienen por finalidad realizar actividades de biocontención y vigilancia. - Aves de corral: designa todas las aves criadas o mantenidas en cautiverio para la producción de mercancías comerciales avícolas o la reproducción para estos fines. Las aves no de corral se considerarán como aves de corral cuando tengan contacto directo o indirecto con estas últimas o con instalaciones avícolas. - Aves silvestres: designa un ave cuyo fenotipo no se ha visto afectado por la selección humana y que vive independiente, sin necesitar supervisión o control de seres humanos. - Aves de traspatio: designa a las aves que se crían en un predio registrado ante el Senasa como aves de traspatio, cuyos productos solo se ofrecen directamente para el autoconsumo. - Aves de un día: designa a las aves que tienen, como máximo, setenta y dos (72) horas después de haber salido del huevo. - Aves no de corral: incluye las aves silvestres de vida libre, traspatio, así como las silvestres cautivas criadas para espectáculos, competencias, exposiciones, colecciones de zoológicos y concursos, y para la reproducción o la venta a dichos efectos, así como las aves de compañía, siempre que no tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones de producción avícolas. 6 �- Aves silvestres cautivas: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto significativamente afectado por la selección humana, pero que están cautivas o viven bajo o necesitan supervisión o control de seres humanos. - Aves silvestres de vida libre: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto afectado por la selección humana y que viven independientes sin necesitar supervisión o control de seres humanos. - Biocontención: acciones que se implementan para disminuir el riesgo biológico de diseminación de un patógeno. - Bioseguridad: designa a un conjunto de medidas de gestión, manejo, sanitarias y profilácticas, cuyo objetivo es reducir el riesgo de introducción, radicación y propagación de enfermedades, infecciones o infestaciones animales hacía, desde y dentro de una población animal. - Brote: designa la presencia de uno (1) o más casos de IA H5/H7 en una (1) unidad epidemiológica. - Caso: designa a un ave con o sin signos clínicos manifiestos, que ha resultado positivo a las pruebas diagnósticas confirmatorias de IA H5/H7, o a aves con sintomatología en las que mediante una evaluación epidemiológica se compruebe un nexo epidemiológico con un caso confirmado. - Interdicción de predio: de acuerdo con la normativa vigente del Senasa, equivale a vedar o prohibir. Es una medida que impide disponer de aquello que está interdicto. La medida de interdicción, entre otras cosas, tiende a la imposibilidad de trasladar (ingreso y egreso) animales, productos, subproductos o materiales potencialmente infectantes, con relación al predio interdicto, ya sea por razones sanitarias u otras irregularidades y que, como consecuencia, se encuentran bajo control o fiscalización del Senasa. - Nexo epidemiológico: se refiere al contacto directo o indirecto entre aves susceptibles y aves enfermas a través del cual es posible que se haya transmitido el virus de IA H5/H7 por las vías de transmisión habituales. - Predio: designa al lugar donde se encuentran las aves de corral y no de corral. - Rastrillaje epidemiológico: proceso sistemático y activo de búsqueda y seguimiento de casos de IA en aves de corral y de no corral. Este procedimiento tiene como objetivo identificar aves infectadas, prevenir la propagación de la enfermedad y controlar brotes. - Sacrificio sanitario: designa la operación, efectuada bajo la supervisión del Senasa, diseñada para eliminar un brote. Consiste en llevar a cabo las siguientes actividades: i. matanza de los animales afectados o que se sospeche han sido afectados o que hayan estado expuestos a la infección por contacto directo con estos animales, o contacto indirecto con el agente patógeno causal; ii. eliminación de los animales muertos o de los productos de origen animal, según el caso, por enterramiento, transformación, incineración o cualquier otro método que oportunamente disponga el Senasa; 7 �iii. limpieza y la desinfección de las explotaciones, a través de los procedimientos recomendados por OMSA, con el fin de destruir el agente infeccioso de la IA. Se aplica en instalaciones, vehículos y objetos diversos que puedan haber sido directa o indirectamente contaminados. - Unidad epidemiológica: designa a un grupo de aves con la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno. - Zona de Control Sanitario (ZCS): corresponde a un área territorial donde se detecta uno (1) o más brotes de IA H5/H7 en aves de corral, cuyos límites son determinados por el Senasa, y tiene por finalidad realizar actividades de bioseguridad, biocontención y vigilancia para contener y erradicar el o los brotes de la zona. En brotes de aves de corral, esta ZCS está compuesta por la Zona de Perifoco (ZP) con un radio de tres (3) kilómetros y la Zona de Vigilancia (ZV) con un radio de siete (7) kilómetros alrededor de la anterior. Cuando existan cursos o espejos de agua o nexos epidemiológicos del brote, el Senasa puede modificar la ZCS, según riesgo epidemiológico. - Zoológico y entidades afines: entidad o institución, pública o privada, donde se mantienen animales silvestres bajo cuidado humano, independientemente de su finalidad, como parques zoológicos, acuarios, reservas, bioparques, centros de rescate y santuarios, entre otros. La enfermedad La influenza aviar, también conocida como “gripe aviar”, es una infección viral contagiosa producida por el virus de la influenza aviar tipo “A”, familia Orthomyxoviridae, género influenzavirus. Esta enfermedad puede afectar a varias especies de aves de corral, así como también a las aves de compañía y silvestres. Cabe aclarar que se han aislado virus de IA –con menos frecuencia– en algunas especies de mamíferos, como ratas, ratones, comadrejas, hurones, cerdos, gatos, tigres, perros, caballos, así como en los humanos. La enfermedad se encuentra incluida en la lista única de enfermedades de notificación obligatoria de la OMSA y es una de las enfermedades de denuncia obligatoria definidas en la normativa, según la Resolución Senasa N.° 153/2021. Las medidas de control que deben aplicarse ante la aparición de un brote de IA en un establecimiento se encuentran legisladas en el ámbito nacional. La influenza aviar de alta patogenicidad (IAAP) es una enfermedad sobre la que deben implementarse acciones de erradicación inmediatas, tan pronto como se detecte su existencia. También deben adoptarse medidas para evitar su propagación ante la entrada o desplazamientos a otras regiones, establecimientos y ecosistemas sobre los cuales se mantiene un sistema de vigilancia para su control. Para mayor información, acceder al sitio web oficial de la OMSA o al micrositio del Senasa. 8 �Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias El Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias se compone por los niveles central y regional, y la estructura organizacional que establece responsabilidades y funciones que determinan el funcionamiento de la cadena de comandos de incidentes para la gestión de eventos emergenciales, basado en la normativa vigente en la materia. Este sistema se activa ante la detección de enfermedades persistentes, exóticas o situaciones epidemiológicas que así lo justifiquen, tanto dentro del territorio nacional como en países limítrofes, cuando estas impliquen un riesgo sanitario. Estrategia sanitaria y procedimientos de respuesta De detectarse la presencia de la enfermedad de un brote de IA H5/H7, la política adoptada por el Senasa busca lograr la erradicación de esta enfermedad en el país, en el menor tiempo posible. El objetivo principal es la biocontención de la misma y así evitar la difusión del virus a otras poblaciones de aves. Como resultado, se salvaguarda la salud pública y la sanidad avícola, se protege la biodiversidad y se mitigan las posibles consecuencias económicas en la avicultura nacional e internacional. Procedimiento de atención y seguimiento de influenza aviar tipo a H5H7 en aves de corral Consideraciones generales Una vez confirmada la detección de la presencia del virus de IA H5/H7 a través de los resultados oficiales emitidos por la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico (DGLyCT) del Senasa e informada por la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), se deberá conformar un equipo exclusivo de trabajo para el establecimiento del brote y otros (los que fueran necesarios) para la ZCS, conforme al Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias. Los vehículos utilizados deben ser exclusivos para tal fin, quedar fuera de los predios/establecimientos involucrados y proceder a su desinfección, antes y después de la recorrida. Se deberá constatar y cargar en el Sistema Único de Registro (SUR) los siguientes antecedentes sanitarios (AS) y la documentación respaldatoria en cada AS, según el trabajo realizado: - Inspección de predio/establecimiento avícola. En la fecha de alta, se deberá colocar el día de inspección/atención. Adjuntar la documentación respaldatoria (ver Anexo 3). - Muestreo sospecha de I.AVIAR/ENC. En la fecha de alta, se deberá colocar el día de atención, mientras que en la fecha de baja corresponde indicar el día de emisión de la orden de trabajo de la DGLyCT. Adjuntar la documentación respaldatoria (ver Anexo 2). 9 �- Brote influenza aviar H5. En la fecha de alta, se deberá asentar el día de emisión de la orden de trabajo de la DGLyCT; en la fecha de baja, indicar el día en que finalizaron las tareas de sacrificio, enterramiento, limpieza y desinfección. En observaciones, colocar el número de protocolo de enfermedad denunciable (ver Anexo 1). Equipo de protección individual Antes de ingresar al predio afectado se deberá disponer de equipos de protección individual (EPI) que serán utilizados durante toda la jornada de trabajo, esto es, mientras dure la exposición al riesgo. Una vez finalizadas las tareas, los elementos deberán quitarse y desecharse en el mismo establecimiento. Es fundamental que todos los agentes tengan acceso a los EPI, cuyos componentes son: • Protección corporal con ropas protectoras, preferiblemente mamelucos desechables con manga larga y ajustables en los extremos más un delantal impermeable. • Protección de cabeza con gorro/cofia desechable que cubra completamente los cabellos. • Protección de pies con botas de goma o poliuretano que puedan ser desinfectados y, preferentemente, cubrebotas desechables. • Protección de manos con guantes protectores desechables (de nitrilo o vinilo) o guantes de trabajo de goma resistente que puedan desinfectarse; para evitar dermatitis pueden usarse guantes de algodón por debajo de los guantes protectores. • Protección respiratoria mediante respiradores que cubran boca y nariz. En casos particulares se podrán requerir equipos de respiración autónoma. • Protección ocular por medio de anteojos protectores, que deben lavarse y desinfectarse después de su uso. Secuencia de colocación del EPI 1. Colocar el primer par de cubrecalzados. 2. Colocar el mameluco descartable. 3. Colocar el primer par de guantes, asegurándose de que queden debajo de las mangas del mameluco; para ello, perforar el mameluco con el dedo pulgar. 4. Colocar el segundo par de guantes sobre las mangas del mameluco. Si es necesario, sellar los extremos con cinta adhesiva para asegurar el ajuste. 5. Colocar el segundo par de cubrecalzados. 6. Colocar el protector respiratorio (barbijo) y verificar que esté bien ajustado. 7. Colocar el gorro o cofia desechable. 8. Colocar los anteojos protectores. El procedimiento de colocación y retirada del EPI tiene como objetivo reducir al mínimo la posibilidad de autocontaminación y autoinoculación. 10 �Secuencia de retirada del EPI Previo al retiro del equipo, es necesario conseguir una bolsa de residuos para desechar el EPI y un balde con líquido desinfectante. Luego, seguir los siguientes pasos: 1. Realizar un lavado higiénico de los guantes con el desinfectante. 2. Retirar el gorro/cofia. 3. Desanudar el segundo cubrecalzado. 4. Retirar el mameluco con una mano desde el lado externo, de manera que el par de guantes externo se desprenda junto con él. Enrollar el mameluco hacia abajo, dejando expuesta la parte interna y manteniendo la externa hacia adentro. 5. Realizar un lavado higiénico de los guantes en contacto con la piel con el desinfectante. 6. Retirar los anteojos protectores y lavarlos en el desinfectante. 7. Retirar el primer cubrecalzado. 8. Retirar la mascarilla, tomándola desde las bandas elásticas, sin tocar la parte frontal. 9. Realizar un tercer lavado higiénico de manos. 10. Retirar el primer par de guantes en forma de rollo, tratando de no tocar la parte externa del guante. Otras consideraciones • Con respecto a la higiene de las manos, la misma debe consistir en el lavado con agua y jabón durante 15/20 segundos o en el uso de otros procedimientos estándares de desinfección de las manos. • Los EPI deben ser desechados adecuadamente, disponiéndolos en bolsas plásticas y dentro de un recipiente con tapa, cuidando que no contaminen otros lugares. El dispositivo de plástico debe ser cerrado cuidadosamente antes de su eliminación. • Usar una muda limpia de ropa protectora en cada instalación visitada. • Después de visitar una instalación sospechosa/afectada las personas no deben acudir a lugares de reunión pública (como restaurantes) sin haberse duchado –incluyendo lavado del pelo y cambiado de ropa–. Asimismo, no podrá ingresar a otro establecimiento/predio avícola sin un vacío sanitario de 72 horas. Material audiovisual Para visualizar el procedimiento de colocación y retirada del EPI, acceder aquí. 11 �Medidas sanitarias en el brote a. En primer lugar, el personal oficial actuante debe resguardar y asegurar las medidas de bioseguridad al ingreso y egreso del establecimiento. Para ello, deberá continuar con la interdicción del establecimiento en donde fueron halladas las aves que resultaron positivas a IA H5/H7, asimismo, se deberá prohibir el acceso de personas y vehículos ajenos al mismo. b. El veterinario del Senasa deberá informar al propietario y al veterinario acreditado en sanidad y bienestar aviar las medidas sanitarias que deberán realizarse en el predio, tales como interdicción, sacrificio, disposición de cadáveres de aves, productos, subproductos y medidas de limpieza y desinfección, condiciones de levantamiento de la interdicción. c. Es importante destacar que todas las acciones y comunicaciones entregadas deben registrarse en un acta de constatación emitida a través del sistema de gestión de actas de constatación del Senasa (SIGACTAS). Se deberá constatar detalladamente que continúa la interdicción del predio, lo que implica que queda prohibido el egreso de aves, productos y subproductos, así como cualquier otro material que pudiera representar un riesgo sanitario. El ingreso de personas y vehículos quedará restringido exclusivamente a aquellos autorizados por el Senasa. El titular del establecimiento deberá proceder al sacrificio sanitario de la totalidad de las aves, al enterramiento adecuado de los animales y a la posterior limpieza y desinfección integral de las instalaciones. La medida de interdicción permanecerá vigente hasta tanto el Senasa determine su levantamiento. d. Asimismo, el agente oficial deberá dar intervención a las dependencias de Salud Pública, Ambiente y Fauna Silvestre de la jurisdicción competente. e. Respecto a los ingresos y egresos al establecimiento, se deberá investigar, evaluar y documentar la trazabilidad de las aves, productos y subproductos durante los catorce (14) días previos de confirmada la enfermedad. f. El veterinario oficial deberá completar el Formulario de relevamiento epidemiológico, disponible en la carpeta interna N.° 24 de Sanidad Aviar. g. En cuanto al sacrificio, el mismo debe incluir a la totalidad de las aves presentes en la unidad epidemiológica. El mismo debe realizarse con la mayor rapidez posible, respetando los lineamientos de bienestar animal establecidos en la normativa vigente. Todos los datos del sacrificio deberán constatarse a través del SIGACTAS, en el “Acta de sacrificio de aves y/o destrucción de productos y subproductos avícolas” (ver Anexo 4). Además, la misma deberá adjuntarse al AS de “Brote de Influenza Aviar H5”. h. Las aves muertas, sus productos y subproductos, y todos los elementos utilizados para el sacrificio sanitario (mameluco, cubrebotas, cofias, etc.) deberán enterrarse en el lugar, teniendo la precaución de tapar correctamente la fosa para que no quede expuesto a ningún predador. En caso de no poder realizarse la disposición de los cadáveres en el mismo predio, la misma deberá efectuarse en un lugar previamente autorizado por el Senasa. 12 �i. La infraestructura, los elementos y las maquinarias existentes en la unidad epidemiológica (instalaciones, comederos, bebederos, nidales, jaulas, dependencias ajenas como baño, almacenes de alimentos y utensilios, depósito de pienso, depósito de agua, botas, etc.) deberán someterse a una profunda limpieza y desinfección, con productos autorizados por la autoridad competente. Desinfectantes y productos químicos recomendados Los desinfectantes que pueden emplearse en el proceso de desinfección en brotes de IAAP recomendados para el virus de la influenza aviar son: • Agentes tensoactivos catiónicos (sales de amonio cuaternario 4 %). • Agentes oxidantes (hipoclorito de sodio 2 %, hipoclorito de calcio 2% y Virkon®). • Aldehídos (glutaraldehido 2 %). • Ácidos (ácido cítrico 2 %) y álcalis (hidróxido de sodio 2 %, hidróxido de calcio 3 %; carbonato de sodio 4 %). • Fenoles sintéticos 2 % • Ácido cresílico 2 %. Este listado no es definitivo y se podrán utilizar otros compuestos que determine oportunamente el Senasa. El procedimiento debe quedar constatado en SIGACTAS y se puede registrar en la misma acta de sacrificio –si ambos procedimientos se realizaron en el mismo día– o, de lo contrario, registrarlo en el “Acta de limpieza y desinfección” (ver Anexo 5), cuando el procedimiento demore más de un día. También se deberá cargar en el AS. j) Se considerará como “día 0” a la fecha de finalización de las tareas de sacrificio sanitario, enterramiento, limpieza y desinfección. k) Cierre de brote. Se procederá al cierre del brote, luego de haber culminado con las tareas de sacrificio sanitario, enterramiento, limpieza y desinfección, manteniendo la interdicción del predio (día cero). La acción también deberá cargarse en el AS mediante Acta de constatación. Asignar la fecha de baja (la del cierre del brote) al antecedente sanitario. l) Se procederá a levantar la interdicción del predio de aves de corral luego de haber cumplimentado un vacío sanitario de al menos veintiocho (28) días desde el cierre del brote, de haber constatado las medidas de manejo, de higiene y de bioseguridad del predio (según normativa vigente) y de haber realizado un proceso de centinelización o muestreo ambiental con resultados moleculares negativos. 13 �La acción debe ser respaldada mediante Acta de constatación y deberá cargarse en sistema el AS “Inspección de predio/establecimiento avícola” (ver Anexo 3). m) Finalmente, cumpliendo satisfactoriamente con los incisos anteriores, el veterinario actuante puede permitir la repoblación completa del establecimiento. Medidas sanitarias en la Zona de Control Sanitario Una vez confirmado el brote en aves de corral, la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), en conjunto con el centro regional interviniente, establecerá la ZCS a partir del brote, la cual estará conformada por la zona de perifoco y zona de vigilancia. Cuando existan cursos/espejos de agua o nexos epidemiológicos del brote, el Senasa puede modificar la ZCS según riesgo epidemiológico. Asimismo, la DNSA bloqueará la autogestión, así como el ingreso y egreso de aves (de corral y no de corral) en todos los establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS). Además, esta Dirección identificará dichos establecimientos en los sistemas informáticos del Senasa mediante la asignación del AS “Renspa en Zona De Control Sanitario de Brote de IAAP”. Tanto las restricciones como el AS permanecerán vigentes hasta que la zona recupere su estatus de zona libre. Este antecedente permitirá identificar adecuadamente los movimientos de las aves que se envían a faena, con el objetivo de realizar la adecuada segregación de la exportación de la carne y subproductos derivados de la faena de dichas aves. Además, se deberá notificar a los médicos veterinarios acreditados en sanidad y bienestar aviar que sus establecimientos están situados dentro de una ZCS, instándolos a reforzar sus medidas de manejo, higiene y bioseguridad. El titular, responsable y el veterinario del establecimiento deberán comunicar de forma inmediata cualquier sospecha de la enfermedad. Movimientos de aves de corral i. Los movimientos de los predios deben ser solicitados por el veterinario acreditado en sanidad y bienestar aviar. Los mismos serán autorizados exclusivamente por el Senasa, sujeto a cumplimiento de normativa vigente y evaluación del riesgo. ii. Previo a la emisión del Documento de Tránsito electrónico (DT-e), el Senasa establecerá el recorrido para el traslado de aves de corral procedentes de la ZCS, así como los puntos de control, ya sean fijos o móviles, para asegurar la verificación del cumplimiento de dicho recorrido. iii. Los vehículos utilizados deben encontrarse debidamente habilitados y transitar con el correspondiente Certificado Único de Lavado y Desinfección de Vehículos de Transporte de Animales Vivos (CULyD). El conductor debe adoptar las pertinentes medidas de bioseguridad y procurar mantenerse dentro del habitáculo del vehículo durante el trayecto. iv. El personal oficial y el veterinario acreditado en sanidad y bienestar aviar deberán verificar la aptitud sanitaria de las aves y supervisar su carga. Si la verificación la realiza el agente oficial, la misma se deberá registrar en sistema mediante SIGACTAS y colocar el AS de inspección adjuntando la documentación correspondiente. En caso de ser realizada por el veterinario 14 �acreditado del establecimiento, deberá registrarse en el sistema el correspondiente “Registro de Criador”, debidamente suscripto por el profesional interviniente. Las actividades recreativas que involucren la concentración de aves de raza u ornamentales quedarán prohibidas. Asimismo, los agentes del Senasa en la región realizarán un rastrillaje epidemiológico en la ZCS, verificando si los establecimientos ubicados dentro del radio delimitado cuentan con el registro correspondiente en el Renspa. En caso de no tenerlo, se deberá gestionarlo. Además, es fundamental documentar la visita de cada establecimiento en el sistema SUR, registrando la condición sanitaria del lugar y la presencia de aves, con la cantidad y la especie. En caso de ser necesario, se deberán realizar las correcciones pertinentes en los sistemas informáticos del Senasa para actualizar la información. El acta se cargará dentro del AS de inspección correspondiente. En caso de identificarse una sospecha, el veterinario oficial del Senasa deberá proceder según el procedimiento de notificación y atención de sospechas de influenza aviar y enfermedad de Newcastle. En cuanto a la vigilancia epidemiológica, los predios con aves de corral estarán sujetos a una vigilancia clínica, a controles serológicos y/o moleculares. En el caso de aves que no sean de corral, la vigilancia se realizará de acuerdo al riesgo epidemiológico que presenten. Estas acciones serán implementadas conforme a lo establecido por el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias, en coordinación con la autoridad central y regional correspondiente. 3 km 7 km 10 km Brote en ave de corral y de no corral Zona de perifoco (3km) Zona de vigilancia (7km) Zona de control sanitario (10 km) Acciones en la zona de perifoco (3 km) • En los establecimientos con aves de traspatio deberá realizarse el rastrillaje epidemiológico previamente mencionado. Además, será obligatorio establecer contacto con el productor con una frecuencia mínima de una (1) vez por semana –presencial o telefónicamente–, con el objetivo de monitorear el estado sanitario de las aves. 15 �Si durante estas visitas/comunicaciones se detectan aves muertas o signos clínicos compatibles con la enfermedad (como cianosis de crestas y barbillones, petequias en patas, entre otros) deberá activarse de inmediato el protocolo de sospecha de enfermedad de denuncia obligatoria y registrar las acciones implementadas. • En establecimientos de aves de corral se deberá realizar una vigilancia clínica, serológica y/o molecular dentro de los siete (7) días de la atención del brote y repetir cada siete (7) días, hasta que la ZCS recupere la condición de libre. La vigilancia que se desarrolla-rá será determinada por la DNSA. Se recuerda que para la carga del acta de toma de muestra deberá utilizarse el SIGATM. Luego, se deberá cargar en sistema el AS “Muestreo en Zona de Control Sanitario” con el resultado del laboratorio. MOVIMIENTOS EN LA ZONA DE PERIFOCO Categoría Ingresos Egresos Aves de corral No. Sí. Se permite el egreso de aves a faena o de aves recriadas, siempre que cuenten con un (1) resultado negativo mediante la prueba de RT-PCR realizada dentro de los tres (3) días previos a la fecha del egreso. Aves de no corral No. No. Cama No. No. No. No. Excepcionalmente solo se permitirá el egreso del guano de los predios que cuenten con galpones automáticos, siempre y cuando las aves cumplan con la vigilancia con resultados negativos. El mismo debe ser eliminado dentro de la ZCS. Guano Sí, según evaluación de Huevo fértil/fresco riesgo. Sí, siempre que las aves de las que provienen cuenten con un (1) resultado negativo en el análisis de laboratorio. Carne aviar Sí, según evaluación de riesgo. Sí, con documentación respaldatoria. Aves de un día No. Sí, con documentación respaldatoria. Feria/exposiciones No. No. Nota: todo movimiento será autorizado por la oficina del Senasa correspondiente a la jurisdicción donde se encuentra la ZCS. 16 �Acciones en la zona de vigilancia (7 km) • En los establecimientos con aves de traspatio, deberá realizarse el rastrillaje epidemiológico previamente mencionado. Además, será obligatorio establecer contacto con el productor con una frecuencia mínima de una (1) vez por semana –durante dos semanas, presencial o telefónicamente–, con el objetivo de monitorear el estado sanitario de las aves. Si durante estas visitas/comunicaciones se detectan aves muertas o signos clínicos compatibles con la enfermedad (como cianosis de crestas y barbillones, petequias en patas, entre otros) deberá activarse de inmediato el protocolo de sospecha de enfermedad de denuncia obligatoria y registrar las acciones implementadas. • En establecimientos de aves de corral se deberá realizar una vigilan- cia dentro de los catorce (14) días de la atención del brote y repetir cada catorce (14) días hasta que la ZCS recupere la condición de libre. La vigilancia que se desarrollará será determinada por la DNSA. Se recuerda que para la carga del acta de toma de muestra deberá utilizarse el SIGATM. Luego, se deberá cargar en sistema el AS “Muestreo en Zona de Control Sanitario” con el resultado del laboratorio. MOVIMIENTOS EN LA ZONA DE VIGILANCIA Categoría Ingresos Egresos Aves de corral Sí, una vez ingresada entra en vigilancia. Sí. Se permite el egreso de aves a faena o de aves recriadas, que cuenten con un (1) resultado negativo mediante la prueba de RT-PCR realizada dentro de los tres (3) días previos a la fecha del egreso. Aves de no corral No. No. Cama No. No. Guano No. No. Excepcionalmente solo se permitirá el egreso del guano de los predios que cuenten con galpones automáticos, siempre y cuando las aves cumplan con la vigilancia con resultados negativos. El mismo debe ser eliminado dentro de la ZCS. Huevo fértil/fresco Sí, según evaluación de Sí, según evaluación de riesgo. riesgo. Carne aviar Sí, según evaluación de Sí, con documentación respaldatoriesgo. ria. Aves de un día Sí. Una vez ingresada entra en vigilancia. Feria/exposiciones No. Sí, según evaluación de riesgo. No. Nota: todo movimiento será autorizado por la oficina del Senasa correspondiente a la jurisdicción donde se encuentra la ZCS. 17 �Procedimiento de muestreo - Establecimientos dentro de la ZCS Para coordinar la toma de muestras, el agente oficial del Senasa deberá comunicarse previamente con el veterinario acreditado en sanidad y bienestar aviar de la granja en cuestión. Se deberán contemplar los tiempos de vacío sanitario entre granjas (72 horas como mínimo). La vigilancia a implementar será definida por la DNSA en función del riesgo epidemiológico y puede consistir en estudios serológicos y/o moleculares. Al momento del muestreo, se deberá realizar la inspección del establecimiento avícola, contemplando la confección del formulario mediante la aplicación SIGAPP y del acta de constatación a través de SIGACTAS. Luego, se deberá cargar en el SUR los AS de: • Inspección de predio/establecimiento avícola, con la actualización de los datos en el SIGSA. • Muestreo en Zona de Control Sanitario, adjuntando el resultado de laboratorio. Vigilancia molecular El procedimiento de toma de muestra y carga del acta en SIGATM para la vigilancia molecular (ver frecuencia según ZCS) debe contemplar las siguientes consideraciones: • Cantidad de aves a muestrear: 20. • Tipo de muestras: 20. Materiales • Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. • Hisopos estériles de dacrón, rayón o fibra de poliéster (no de algodón ni de alginato de calcio) con palillo de plástico (no madera). • Tubo de polipropileno transparente, fondo redondo, dimensiones 11 x 55 mm, volumen de 3 a 4 ml. Tapón a presión con aletas o tapón a rosca. • Medio de transporte viral o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9 %, estéril, sachet por 100 o 250ml o PBS. • Tijera para corte de los cabos de hisopos. • Conservadora y refrigerantes. Extracción de las muestras Hisopado: es necesario elegir una opción: traqueal u orofaríngeo. -Traqueal. Uno por ave. Levantar la cabeza del ave, abrir el pico, extraer suavemente la lengua e introducir el hisopo en la tráquea girando 2 o 3 veces (al extraer la lengua se hace bien visible el orificio traqueal). Pasar un hisopo por ave, luego cortar de inmediato la extremidad del hisopo que estaba en contacto con la 18 �mano y sumergir el resto en el tubo previamente identificado. Los mismos deben estar sumergidos en PBS o solución fisiológica estéril hasta cubrir la cabeza del hisopo (de 3 a 5 ml por pool). Se debe remitir cinco (5) hisopos por tubo. - Orofaríngeo: Uno por ave. Levantar la cabeza del ave, abrir el pico, movilizar el hisopo 3 a 4 veces tomando contacto con las paredes de la cavidad orofaríngea y luego cortar de inmediato la extremidad del hisopo que estaba en contacto con la mano y sumergir el resto en el tubo previamente identificado. Los mismos deben estar sumergidos en PBS o solución fisiológica estéril hasta cubrir la cabeza del hisopo (de 3 a 5 ml por pool). Se debe remitir cinco (5) hisopos por tubo. SIGATM: Carga de protocolo de toma de muestra • Área: Programa de Sanidad Avícola. • Motivo: Muestreo aves. • Submotivo: Muestreo en Zona de Control Sanitario. • Observaciones: colocar el número de protocolo de enfermedad denunciable correspondiente al brote. • Matriz: hisopados. • Muestras: identificar de manera clara los pooles, señalando qué tipo de hisopado corresponde. • Grupo de análisis: Diagnóstico molecular de influenza aviar (tildar RT-PCR en tiempo real gen M). Vigilancia serológica El procedimiento se implementará conforme a la frecuencia establecida para cada ZCS y según las indicaciones de la DNSA. Cabe destacar que dicha vigilancia estará a cargo del sector privado, de acuerdo con lo dispuesto en la Resolución Senasa N.º 468/2025. Acondicionamiento de las muestras Embalaje primario a. El recipiente primario debe ser hermético. b. En el caso de que se envíen varios recipientes primarios, cada uno de ellos deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. c. Cuando se calcule el volumen de las muestras que se van a enviar, también se deberá tener en cuenta el volumen del medio de transporte. d. Las muestras se deben colocar de tal forma que no se produzcan derrames. e. Las muestras identificadas individualmente –correspondientes a un mismo predio– se deben colocar en una bolsa de nylon o bolsa conservadora, identificando esta última con el N.° de Renspa o titular del predio. f. Se debe colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; cerrar y sellar la tapa. Tener en 19 �cuenta que cuanto menor sea el espacio “libre” en la conservadora, mayor será el tiempo en que las muestras se mantengan refrigeradas. Embalaje secundario a. El recipiente secundario debe ser hermético. b. El embalaje debe contener material absorbente suficiente para embeber todo el contenido de los embalajes primarios, en caso de rotura o filtraciones. Embalaje terciario a. Se deberá acondicionar el embalaje primario y secundario dentro del terciario, de forma tal que evite roturas y derrames. b. En este recipiente se debe incorporar, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor del embalaje secundario. En caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que ocasionen la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje deberá ser a prueba de goteo. c. El embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. d. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente considerando el tiempo de duración del transporte; cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor sea el espacio “libre” en la conservadora, mayor será el tiempo en que las muestras se mantengan refrigeradas. e. En el exterior de la caja debe adherirse un sobre de polietileno con los protocolos correspondientes a las muestras remitidas. Envío de las muestras Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas a un laboratorio oficial mediante tres (3) alternativas: 1. Si los centros regionales cuentan con laboratorios con mesas de entrada de muestras (MEM) propias, deberán entregarse en estas a los efectos de que sean remitidas a la MEM de la Dirección de Laboratorio Animal (DILAB). 2. De no contar con laboratorios con MEM propias, las conservadoras deben ser despachadas directamente con destino a la MEM de la DILAB, ubicada en Talcahuano 1660, Martínez (CP 1640), Provincia de Buenos Aires. 3. Entrega puerta a puerta al Laboratorio Animal en Martínez, con recepción durante las 24 horas. En caso de entrega puerta a puerta, se deberá informar en simultáneo vía correo electrónico a los responsables de recibir las muestras en Martínez. Quien envíe el correo electrónico desde los correos institucionales, deberá indicar nombre y apellido del remitente ya que, en ocasiones, es necesario transmitir información o hacer consultas por datos faltantes. 20 �De ser mediante transporte (público o privado, terrestre o aéreo), una vez obtenido el N.° de Guía que entrega la empresa, se deberá enviar a los correos de los responsables de recibir las muestras en Martínez el formulario para informar el despacho y la solicitud de retiro de las conservadoras enviadas. Cabe aclarar que para informar entregas “puerta a puerta”, el formulario de despacho cuenta con un campo específico para indicar dicha modalidad de envío. Las muestras se podrán recibir de lunes a jueves, de 08:30 a 14:30 h, y los viernes de 08:00 a 12:00 h (fuera de ese horario, se deberá entregar en la guarda). Listado de contactos del laboratorio AREA MAIL Coordinación Administrativa logisticadilab@senasa.gob.ar MEM Laboratorio Animal de Martínez Envíos y retiros de encomiendas acardozo@senasa.gob.ar mgirgenti@senasa.gob.ar CORPORATIVO - (11) 4874 6700 TELÉFONO - Int. 2794 - (11) 5155 5139 - - #379 - - Int. 2719 - Int. 2762/2763 MEM Laboratorio Martínez Recepción puerta a puerta mesalabadm@senasa.gob.ar - (11) 3685 4523 - Int. 2662/2603 bcarrera@senasa.gob.ar - (11) 2270 6127 - (11) 4874 6762 - Int. 2603 Cuadro modalidad de envíos Modalidad Comunicación Informar envío a: Puerta a puerta - Ana Cardozo: acardozo@senasa.gob.ar - Marcelo Girgenti: mgirgenti@senasa.gob.ar - MEM: mesalabadm@senasa.gob.ar - Bárbara Carrera Ojeda: bcarrera@senasa.gob.ar Enviar el formulario para informar el despacho y la solicitud de retiro de las conservadoras enviadas: Transporte - Ana Cardozo: acardozo@senasa.gob.ar - Marcelo Girgenti: mgirgenti@senasa.gob.ar - Logística: logisticadilab@senasa.gob.ar 21 �Sacrificio sanitario y disposición final de las aves Sacrificio sanitario Los criterios principales para el sacrificio de las aves, en términos de bienestar animal, contemplan que el método sea indoloro y obtenga una rápida inconciencia y muerte; que requiera una mínima inmovilización y evite la excitación; que sea apropiado para la especie, irreversible y minimice el estrés animal. El método de sacrificio debe garantizar la seguridad de los operarios, así como también de otras especies animales que se encuentren en la explotación, sin perjudicar o generar consecuencias adversas sobre el ambiente. Se debe fijar una zona buffer externa y comenzar allí con el sacrificio –de afuera– hacia adentro, para evitar diseminaciones de la epizootia durante el proceso. El sacrificio sanitario se realizará lo más rápido posible (24-48 horas) luego de la confirmación de la enfermedad y dentro de la misma explotación infectada (o lo más cerca posible). Consideraciones generales Para la correcta ejecución del sacrificio es esencial programar previamente las actividades, teniendo en cuenta cuál será el método más adecuado, según las características del establecimiento y de las aves involucradas. Se deberá considerar con anterioridad: • La ubicación de la explotación o predio. • La distancia desde el galpón a otros edificios (viviendas, otras granjas). • El acceso a las instalaciones, considerando la posibilidad de ingreso de maquinaria. • Las especies, el tamaño y el número de animales presentes en la explotación. • El sistema de producción existente (a piso, a jaula, semiintensivo, u otro). La presencia o ausencia de una estructura donde encerrar a las aves es un factor clave para decidir el método más efectivo. • Los detalles estructurales del galpón (cerrado, abierto, con subdivisiones o separaciones del galpón, sistema de ventilación, tipo y características de las aberturas, volumen total del galpón). • El acopio del material necesario en relación al método de sacrificio a implementar (abastecimiento de CO2 u otro, material para el sellado de aberturas, disponibilidad de contenedores aptos para la inundación con gases, maquinaria, ropa protectora, materiales de captura como redes, copos, equipos de limpieza y desinfección, etc.). • La cantidad suficiente de personal y operarios especializados. 22 �Captura previa al sacrificio de las aves Sistemas confinados Durante la captura, las técnicas ruidosas, bruscas o agresivas pueden ocasionar que las aves se asusten y dificulten la captura. En un espacio cerrado, las aves asustadas pueden apelotonarse, pudiendo provocar la muerte por asfixia o aplastamiento, que no son considerados métodos autorizados. Un correcto manejo garantiza la seguridad del ave y del operario. Los equipos de alimentación y agua deben estar retirados del camino para facilitar las actividades de la despoblación, de limpieza y desinfección, así como también para favorecer el movimiento seguro de las personas, las aves y los equipos. Esto debe hacerse de manera oportuna para minimizar el estrés de las aves relacionado con el tiempo total que permanecen sin alimento ni agua. Reducir la intensidad de la luz o trabajar con luz azul puede hacer que las aves sean más dóciles en estos sistemas. Sistemas abiertos Instalar pequeños corrales para confinar a las aves antes de capturarlas. Se puede utilizar una mediasombra o tela similar. Si son aves que pueden volar, este corral deberá contar con techo. Inducir el desplazamiento de los animales hacia el corral, ya sea mediante arreo coordinado entre varias personas o asistido por el uso de tela tipo mediasombra a modo de embudo. Para facilitarlo y atraer a las aves, se puede colocar un cebo en el corral. Dependiendo del tamaño de las aves, de su cantidad y de si pueden volar o no, la captura también puede realizarse mediante el uso de uno o de una combinación de algunos de los siguientes elementos: a. Redes de niebla. b. Copos o redes de pesca para captura individual. Se debe tener precaución y no lesionar a las aves con el borde de la red. Luego de capturarla, se deberá retirar al ave de la red con cuidado, sujetándole las patas con una mano, y el cuerpo y las alas (o el cuello, en el caso de especies de cuello largo como gansos y cisnes) con la otra. 23 �Imagen 1. Captura de un pollo usando una red de pesca de 50 cm de diámetro. Imagen 2. Captura de un ganso con una red de pescar salmón más larga y fuerte. Estas imágenes no contemplan las medidas de bioseguridad y protección personal. Imágenes 3 y 4. Retiro de ave de la red de pesca. En esta instancia, es fundamental retirar al ave de las patas. Una vez que las mismas estén sujetas, se deberá asegurar el cuello (para especies como gansos y cisnes) o el cuerpo y las alas, y luego sacar con cuidado al ave de la red. Es importante implementar correctamente las medidas de bioseguridad y protección personal al manipular las aves en caso de sospecha o confirmación de enfermedad. En el siguiente enlace se podrá visualizar un video de una jornada de capacitación sobre captura y sujeción de aves, dictada por personal del Ecoparque de la Ciudad de Buenos Aires a los agentes del Senasa. 24 �c. Pistolas o cañones lanza redes (para ver el video, acceder al enlace aquí). d. Capuchas (o similar) para colocar en la cabeza de las aves impidiendo que vean (esto las calma), pero sin asfixiarlas. e. Toallas o trapos para la manipulación segura de las aves, cubriendo las partes que puedan dañar a la persona (garras, picos, etc.). f. Guantes de cuero para la protección personal de las manos. Métodos para el sacrificio de aves El Senasa acompañará al sector privado en los procedimientos de sacrificio que posean los establecimientos. El organismo también podrá implementar la matanza por faena sanitaria, según las condiciones prácticas que se detecten, el número y especies de animales afectados, y la patogenicidad del subtipo viral encontrado. Por lo tanto, no se considera definitiva la lista de los procedimientos posibles. De este modo, son factibles los siguientes métodos químicos y físicos para sacrificio de aves: • Gasificación con dióxido de carbono (CO2). • Sistema de espuma de alta hermeticidad. • Dislocación cervical. • Electrocución. • Gasificación con nitrógeno o argón. • Gasificación con mezclas de gases. • Agentes inyectables. • Adición de anestésicos a los alimentos o al agua. • Decapitación. • Desangrado. • Gasificación con monóxido de carbono (CO). • Gasificación con ácido cianhídrico (HCN). A continuación, se desarrollan los métodos considerados más óptimos para el sacrificio de aves. Gasificación con dióxido de carbono (CO2) Este método de eutanasia para aves es muy rápido y eficaz, fácil de utilizar y con riesgos mínimos para los operarios. Requiere que las explotaciones cuenten con alguna estructura (fija o móvil) donde encerrar a las aves. 25 �El dióxido de carbono CO2 es un gas incoloro, no inflamable y no explosivo, que no genera efectos adversos en el ambiente. A concentraciones superiores al 60 %, el gas actúa como agente anestésico y produce depresión del sistema nervioso central, con rápida pérdida de la conciencia y muerte. La bibliografía sugiere situar a las aves en una atmósfera de CO2 mayor al 70 %, ya que pierden la conciencia muy rápido debido al efecto narcótico del gas. Sin embargo, por experiencias prácticas, parece ser suficiente la exposición a una concentración mínima del 55 % al 60 % del volumen del compartimiento. La concentración incidirá en la velocidad de muerte de las aves. Los patos y las ocas son resistentes a los efectos del dióxido de carbono y, por ende, requerirán una concentración mínima de CO2 del 80 % y mayor tiempo de exposición para morir. En animales conscientes, el CO2 al 100 % puede causar grave disnea y angustia. Solo se recomienda su uso al 100 % en pollitos de hasta 72 horas de vida, debido a que son más tolerantes al mismo. Si es posible, se debe disponer de mecanismos por los cuales la concentración de CO2 se pueda medir rápidamente y con exactitud. Se debe tener precaución de mantener su concentración constante por al menos 3 minutos y, luego de 20 minutos de exposición al gas, hay que asegurarse de que los animales estén muertos. Materiales requeridos: • Tubo de CO2. • Válvula de doble manómetro. • Manguera de ½ pulgada. • Calentador. • Láminas de polietileno 200 micrones. • Mediasombra. • En casos en los que las aves no se encuentren en confinamiento, será necesario contar con un contenedor donde colocar a las aves para el gaseado. Se debe conocer con anterioridad cuáles son las empresas abastecedoras del gas y un volumen de gas estimado para solicitar el suministro necesario. Para ello, será necesario calcular previamente el volumen (m3) del compartimiento donde se sacrificarán las aves, siendo: - Volumen efectivo por gasificar: Largo x ancho x altura x 0,55; o largo x ancho x (altura de la cabeza del ave + aproximadamente 50 cm). Cantidad necesaria de CO2 en kg a solicitar: volumen efectivo a gasificar x 2. >> En conclusión: 1 m3= 1,9 kg CO2. Un tubo de 50 litros alcanza para sacrificar aproximadamente 22.000 a 30.000 aves, dependiendo de la etapa reproductiva que se encuentre. Se debe tener presente que se requiere de una fuente de energía eléctrica de al menos 0,8 Kva. 26 �Las gasificaciones con CO2 pueden realizarse mediante diferentes métodos, dependiendo del sistema de producción de las aves (en sistemas confinados a piso, a jaula, en aviario o en sistemas abiertos) y –en caso de contar con uno– las características estructurales del galpón. En el galpón Este método se puede utilizar en aves que son criadas a piso, como por ejemplo pollos de engorde, reproductores, recría de gallinas de alta postura, entre otras. Existen dos procedimientos posibles: a. Gaseado total. Se debe cerrar con telas plásticas las ventanas, puertas y otras salidas de aire lo más herméticamente posible, a fin de minimizar la fuga del gas. Posteriormente, se deberá introducir el gas con mangueras. b. Gaseado parcial. Formando previamente corrales dentro del galpón o bien en galpones equipados con paredes ajustables, se deben forzar las aves hacia un lugar más restringido. Luego deben encerrarse las aves bajo una tela plástica, formando una cápsula lo más hermética posible, en donde se introduzca el gas por medio de mangueras desde la parte inferior de la cápsula (el CO2 es un gas más pesado que el oxígeno y tiende a acumularse en la parte inferior). >> Pasos por seguir 1. Se debe conformar una cámara virtual, empleando láminas de polietileno de al menos 6 metros de ancho. De dicho ancho, se utilizarán 2 m para conformar el piso, mientras que el resto se eleva para constituir las paredes laterales del túnel, las cuales son sostenidas en alto por los operarios. 2. Se ingresa una determinada cantidad de aves –por ejemplo, para 240 m2 debería ser de 3.000 a 3.200 gallinas– y luego se introduce una manguera de 30 metros de largo perforada, que se encuentra conectada a la válvula de liberación de CO2. Posteriormente, se deben cubrir las aves con la mediasombra, con el fin de evitar la ruptura de la lámina de polietileno con las garras. Es muy importante sellar bien las uniones de las láminas de polietileno para que no se filtre el gas. Luego, se debe indicar con un color dónde se encuentran las primeras perforaciones, de modo tal que se garantice que se encuentren dentro de la cámara virtual. 3. A continuación, se deben plegar las paredes laterales, anteriores y posteriores de esta cámara virtual, y se libera el gas durante aproximadamente 5 a 8 minutos (o el tiempo que sea necesario) hasta evidenciar la muerte de todas las aves. Un equipo de sacrificio entrenado (6 a 8 personas), en un plantel industrial de aves, podrá sacrificar 30.000 aves con un tubo de gas. De acuerdo con estos parámetros, se debe definir un modelo que determine cuántos puntos de aplicación de gas se requieren, en función del rendimiento de cada uno. Para ambos métodos, luego del sacrificio el personal especializado determinará la concentración de gas en el interior, para que comience la extracción segura de las aves. Los animales muertos deben ser humidificados mediante una fina neblina de agua y la recolección y eliminación posterior realizarse con la menor producción de polvo posible. 27 �Únicamente ingresará el personal necesario para el retiro de las aves y el número del mismo debe ser reducido al mínimo. En contenedores o receptáculos El contenedor o receptáculo debe ser lo suficientemente hermético como para mantener una concentración adecuada de gas durante el tiempo suficiente, a fin de garantizar la muerte de las aves colocadas en su interior. Sin embargo, debe tener una ventilación adecuada para permitir que el aire salga cuando se inyecte el gas. Existen dos métodos posibles: a. Colocación de las jaulas o módulos que contienen a las aves dentro en una unidad de gas confinada (UGC). Antes de manipular a las aves, se aconseja pulverizar agua sobre las jaulas para disminuir la producción de polvo y reducir el riesgo de dispersión del agente. >> Pasos por seguir 1. Colocar la UGC en un emplazamiento nivelado, sólido y abierto. 2. Conectar el cilindro de gas a la UGC. 3. Llenar la cámara con CO2 hasta el 55–60 % de su volumen antes de introducir las aves en ella. 4. Cargar las jaulas o módulos con las aves en la UGC. Luego, cerrarla y asegurar la puerta. 5. Introducir el gas hasta lograr una concentración de dióxido de carbono del 45 % por volumen en la parte superior de la cámara. El CO2 es más pesado que el oxígeno, por ello un llenado incompleto del contenedor puede evitar la exposición a los animales más altos o que se encuentran en la parte superior. 6. Esperar el tiempo necesario para permitir la pérdida del conocimiento y la muerte de las aves. 7. Abrir la puerta y dejar que se libere el gas. 8. Extraer las jaulas o módulos con las aves. 9. Verificar cada jaula o módulo en busca de aves supervivientes. En caso de encontrar algunas, proceda a su eliminación de manera humanitaria. Por ejemplo, mediante dislocación cervical o agente eutanásico farmacológico. 10. Disponer las carcasas correctamente. Para ello, las aves pueden colocarse en un camión y ser transportados hasta el lugar escogido para su eliminación. Los camiones que contengan aves sacrificadas –en caso de brote– deben vigilarse hasta el final de su recorrido. b. Instalación de los animales en un contenedor o aparato lleno de gas. En el caso de aves individuales o pequeños grupos en sistemas abiertos (por ejemplo traspatio, ornamentales y silvestres), prácticamente cualquier contenedor sellable puede utilizarse como recipiente para el gaseado. Desde un cubo de basura con tapa, hasta unidades especialmente construidas con sistemas automatizados de suministro de gas. También se han utilizado contenedores forrados de lona o camiones de mercancías a prueba de fugas con mangueras de tanques de CO2. 28 �El tamaño y el número de contenedores deben ser apropiados para la cantidad de aves. Contenedores para aves En todos los casos, el material utilizado debe estar diseñado, construido y mantenido de modo que los animales no se puedan lesionar y puedan ser observados. Además, los contenedores o aparatos no se deben sobrecargar para evitar que los animales se asfixien trepando unos sobre otros. De ser necesario, debe utilizarse acostado, con la salida en orientación lateral, para que puedan ingresar más aves sin ser apiladas unas sobre otras. Sistema de espuma de alta hermeticidad Es un método eficiente, que hace posible un sacrificio sanitario rápido y seguro para la erradicación de enfermedades, permite mejorar el bienestar animal durante el proceso de sacrificio sanitario y disminuye el riesgo potencial de exposición humana, debido que se requieren de 2 a 3 operarios. El proceso completo de despoblamiento toma entre dos y tres horas, y requiere de grandes cantidades de agua para su utilización. Para realizarlo, es necesario que las aves se mantengan en un espacio confinado con paredes y suelo herméticos. Emplea una tecnología que combina el agua y espuma con burbujas de CO2, que es efectiva solo para aves criadas en el piso. El método fue probado para el despoblamiento de pollos, codorniz, patos y pavos, y estableció diferencias en el tiempo de deceso entre especies de aproximadamente 3 a 5 minutos en pollos y 10 minutos para patos y pavos. Las espumas a base de agua utilizadas para el sacrificio de las aves deben ser de fácil disponibilidad, biodegradables, compatibles con los métodos de eliminación de canales y no deben implicar riesgo alguno para la salud humana. La aplicación debe realizarse de una manera que perturbe a las aves lo menos posible y evite el amontonamiento o el hacinamiento. La espuma se aplica al 1 %, por lo tanto, si para 10 m2 se necesitan 160 a 180 litros de agua, se utilizará de 1,6 a 1,8 litros espuma. Para sacrificar pavos, se debe utilizar el doble, debido a la altura a la que debe alcanzar la espuma. Los concentrados de espuma pueden usarse con agua potable, dura o salada, y puede haber diferencias de rendimiento (el agua potable es más recomendada). 29 �Estos sistemas deben producir espuma con una consistencia y densidad adecuada para ocluir completamente la vía aérea superior de las aves domésticas de modo que, cuando se sumerge en la espuma, la oclusión de las vías respiratorias se produzca de manera rápida y abrumadora, y las aves no luchen indebidamente. En este momento, el tamaño de burbuja deseado de la espuma basada en agua usada para la despoblación de aves de corral no debe exceder 1,58 cm. En solo 15 minutos, la máquina elimina 15.000 pollos alojados en un galpón de 100 metros de largo por 12 de ancho. Inicialmente, el equipo de sacrificio deberá ser conducido a la puerta del galpón y comenzar a rociar espuma densa con altura ajustable. Cabe aclarar que la espuma no mata a las aves por contacto, ni las ahoga o desinfecta. El método solo produce un bloqueo del aire, motivo por el cual la cabeza de las aves debe tener una cobertura de espuma de 15 a 30 cm. La espuma a base de agua debe demostrar un tiempo de persistencia de no menos de 30 minutos (independientemente de las condiciones climáticas o la exposición solar) para asegurar que todas las aves han sido sacrificadas correctamente. En términos de tiempo hasta la muerte y porcentaje total de población muerta, cuando la espuma es utilizada en cualquier tipo o edad de aves de corral, debe dar como resultado una mortandad del 95 % de las aves dentro de los 7 minutos (o menos) posteriores a que hayan sido completamente sumergidas. Algunos trabajos señalan que puede utilizarse espuma de los bomberos para apagar incendios, por lo que se puede buscar la colaboración del departamento de bomberos más cercano para facilitar este insumo. Dislocación cervical Las aves de corral inconscientes pueden ser sacrificadas por dislocación cervical (estiramiento del cuello) manual o mecánica. La sobredosis de un anestésico disociativo inyectado intramuscularmente, como la tiletamina/zolazepam o proporcionado en el alimento o agua, debe utilizarse para inducir la inconsciencia. Una vez que se ha alcanzado un nivel profundo de inconsciencia, puede procederse al sacrificio mediante dislocación cervical. Si se realiza correctamente, la dislocación cervical provoca una rápida pérdida de consciencia. La técnica consiste en separar el cráneo y el cerebro de la médula espinal aplicando una presión a la base posterior del cráneo. 30 �Procedimiento de la técnica 1. Sostenga al ave al revés, por encima de las rodillas, y afirme las piernas contra su cuerpo. 2. Sostenga la cabeza entre los dedos anular e índice a cada lado del cuello (en la base del cráneo) y doble la cabeza hacia atrás. 3. En un movimiento coordinado, aplicar fuerza creciente para estirar el cuello, hasta que la cabeza esté separada de la espina cervical del cuello. Electrocución Es la técnica utilizada en plantas de faena, pero este sacrificio es realizado por unidades de matanza móvil, en caso de disponer de las mismas. Agentes inyectables Es una buena opción cuando se trabaja con un pequeño número de aves. Una inyección mortal de altas dosis de anestésicos y sedativos provoca depresión del sistema nervioso central, pérdida de conocimiento y la muerte. Por lo general, se utilizan barbitúricos combinados con otros fármacos, en inyección intravenosa o intraperitoneal. Por ejemplo, el pentobarbital sódico puede utilizarse a una concentración del 20 %, (200 mg/ml) a una dosis de 200 mg/kg (esta dosis es orientativa y debe evaluarse a efecto). La inyección intravenosa produce una muerte más rápida, pero la ruta intraperitoneal puede ser más fácil de realizar en muchas especies, reduciendo de ese modo el estrés causado por la manipulación. Sin embargo, el pentobarbital sódico puede producir irritación del peritoneo lo que se puede evitar diluyéndolo. Los frascos de anestésicos y barbitúricos que se utilizarán deben ser transportados en cajas cerradas con algún sistema de seguridad (candado, llave u otro mecanismo de cerrado). La misma solo debe ser manipulada por el agente oficial actuante y no debe quedar al alcance de ninguna otra persona. Los frascos deben sacarse solo al momento de ser utilizados y vueltos a guardar inmediatamente después. Adición de anestésicos a los alimentos o al agua Puede ser una alternativa para las especies de passeriformes que se encuentran alojadas en jaulones. Se puede añadir a los alimentos o al agua de las aves un producto anestésico, como la tiletamina/zolazepam. Las aves que estén solo anestesiadas, pero no muertas después de la ingestión requerirán que se les aplique otro método de sacrificio como, por ejemplo, la dislocación cervical o destrucción de la masa encefálica. Para una utilización eficaz, los animales deben ingerir rápidamente cantidades suficientes de anestésicos, lo cual se facilitará si se pone a los animales en ayuno o se les retira el agua una o dos horas antes. Este método es únicamente aplicable en aves adultas, según los lineamientos dispuestos por la OMSA. 31 �Puede presentar ventajas desde el punto de vista de la bioseguridad, en caso de que haya un número elevado de aves enfermas. No obstante, no se debe aplicar al aire libre, ya que otros animales pueden acceder accidentalmente a los alimentos o al agua medicada. Los resultados pueden variar, dado que no es posible regular la dosis ingerida con exactitud. Además, los animales pueden rechazar los alimentos o el agua adulterados debido a la enfermedad o al mal sabor. Es importante tener sumo cuidado al preparar y suministrar los alimentos o el agua tratados, al eliminar sus restos y al eliminar los cadáveres contaminados. Decapitación La decapitación implica el corte de la cabeza por el cuello, utilizando una cuchilla afilada. Ya que la actividad cerebral puede continuar durante hasta 30 segundos y es dudoso que el ave quede inconsciente de inmediato. Previo al sacrificio, se deben utilizar anestésicos. La decapitación produce la muerte por isquemia cervical. Las actividades motoras que se producen tras la pérdida de postura –aunque potencialmente angustiosas para los observadores– no son percibidas por un animal inconsciente como dolor o angustia. El pataleo reflejo en animales inconscientes puede confundirse con actividad consciente y puede producirse incluso después de la decapitación, ya que los circuitos neurológicos implicados en la marcha se localizan en la médula espinal. El material que se utilizará, sea una guillotina o cuchillo, debe mantenerse en buenas condiciones de funcionamiento, estar limpio y siempre bien afilado. • En aves pequeñas de menos de 200 gr la decapitación se realiza con tijeras de disección: se secciona la articulación atlanto-occipital, separando la cabeza del cuello por medio de un corte firme y rápido. • Para aves de corral se recomienda contar con una superficie elevada (mesa o tabla), a fin de realizar la decapitación sobre la misma y contar con un recipiente debajo para contener los fluidos corporales de las aves. Para evitar el derrame de líquidos, se recomienda la utilización de un embudo que ayude a la contención de los mismos. Es importante tener en cuenta que las aves sacrificadas por este método deben ser depositadas en bolsas o contenedores (tambor) que no filtren los líquidos al ambiente hasta finalizado el sacrificio de todas las aves del lugar; luego, los cadáveres deben ser trasladados en los contenedores hacia el lugar determinado para su enterramiento. La sangre debe ser desechada junto con los cadáveres. Los recipientes utilizados para la contención de fluidos y los cadáveres deben ser debidamente lavados y desinfectados en el mismo establecimiento. En la granja, se puede utilizar el cono como dispositivo de inmovilización: se coloca a las aves boca abajo en el dispositivo con la cabeza a través de un agujero y se puede llevar a cabo el sacrificio inmediatamente. 32 �Imagen 5. Uso de cono para la inmovilización de un pavo. Desangrado El ave se coloca en el cono que la inmoviliza, evitándole lesiones. Con cuchillos limpios y desinfectados (agua clorada) se procede al corte de grandes vasos del cuello, produciendo el desangrado. El ave debe permanecer un mínimo de 3 minutos en este proceso para asegurar un correcto desangrado. La sangre se recolecta en un recipiente para tal fin. Eliminación de los cadáveres Existen varios métodos para eliminar las aves muertas, desechos y otros desperdicios. Preferentemente se debe proceder al enterramiento en el mismo establecimiento u otro lugar adecuado para este fin, aprobado previamente por el Senasa. Cuando nos es posible o conveniente el enterramiento, la mejor opción es elaborar compostas o bien la incineración. Los huevos u otro material orgánico contaminante (guano, cama de galpón, restos de alimentos, productos, basura, etc.) deben recogerse con cuidado a fin de que se elimine junto con los cadáveres. Enterramiento El enterramiento es el procedimiento más adecuado para la eliminación de animales y otros elementos de riesgo, ya que generalmente es cómodo, económico, rápido y seguro. No obstante, es necesario considerar los siguientes factores para la toma de decisiones: • Los lugares para el entierro deben contar con la aprobación de la autoridad competente del lugar. • Disponibilidad del terreno para reducir al mínimo la distancia a través de la cual se transporta el material infectado, es apropiado que el enterramiento se realice en la misma granja. 33 �• Tipo de suelos (los rocosos pueden imposibilitar la actividad). • Profundidad del manto freático. • Presencia de tuberías de agua, gas, electricidad, drenaje, teléfonos u otras. • Disponibilidad de la máquina retroexcavadora, camiones de volteo, tractores, así como su accesibilidad al terreno. • Presencia de corrientes de aguas como canales, arroyos, ríos u otros. • Posibilidad de inundación del terreno. • Pendientes del suelo. Otra opción que podría resultar adecuada es optar por un lugar de enterramiento común para varias granjas en una zona determinada. Para la construcción de la fosa debe usarse maquinaria pesada (camiones de volteo, tractores, excavadoras y retroexcavadoras). Asimismo, antes de iniciar su construcción, es importante considerar: • El tamaño, en función del número y peso de las aves. • Para su llenado se debe calcular 600 kg/m3 de fosa. • No debe ser muy ancha (no más de 6 metros). • Debe ser larga, con la posibilidad de irse rellenando por fracciones. • Es conveniente dejar un terraplén por el frente para que pueda ingresar el vehículo con los cadáveres o los residuos. • Se debe dejar un metro entre las aves sacrificadas y el piso superior (relleno). • Se puede construir más de una fosa, previendo que no se cruce por alguna que esté llena. En las fosas, también se debe depositar restos de alimentos, excretas, huevos, basura y material que no garantice la desinfección. El peso del lote de aves que será preciso enterrar depende del tipo de producción (pollos de engorde, reproductores pesados o livianos, gallinas de alta postura de huevos blancos o de color, u otras especies). La edad de las aves o las semanas de cría pueden ser provistas por el propietario, por técnicos especializados en avicultura o bien obtenerse de tablas. • Un kilogramo de peso tiene un volumen promedio de 0,06242 m3. • El volumen de la fosa se debe calcular multiplicando el valor anterior por el peso medio y la cantidad promedio de aves alojadas. Se recomienda cubrir la fosa con láminas geotextiles o nylon para evitar la contaminación del manto freático. Posteriormente, depositar los cadáveres, cubrirlos con 40 centímetros de tierra y colocar sobre la misma una capa uniforme de hidróxido de calcio [Ca (OH)] antes de finalizar el llenado. También es conveniente evitar poner la cal directamente sobre los cadáveres porque retrasa y puede evitar su descomposición. 34 �Debido a la producción de gases por descomposición de los cadáveres, se puede producir una considerable expansión del material enterrado por lo cual no se compactará la tierra al recubrir la fosa, asimismo, para evitarlo se deben colocar tubos cribados para su ventilación. En caso de usar como método de sacrifico la espuma, no colocar en la fosa de eliminación las aves junto al guano o cama debido al exceso de gas metano, lo cual puede causar la explosión de la fosa. Incineración Es el método menos recomendable para la eliminación de una gran cantidad de aves, principalmente por su elevado costo y por el tiempo que se requiere para hacerlo cenizas. Sin embargo, si por alguna razón fuera necesario realizar este método, se debe considerar: • Aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección medio ambiente. • Disponibilidad de agua o material contra incendios. • El método no puede utilizarse en épocas de lluvias. • Se requiere gran cantidad de combustible. • Se requiere de un acomodo especial de los cadáveres para asegurar una buena incineración. • Una inadecuada incineración incrementa el riesgo de escape de virus, al dejar cadáveres semiquemados. • Un error puede generar accidentes personales, locales o ambientales. • Las cenizas deben enterrarse o llevarse a un relleno sanitario. • El método provoca severa contaminación ambiental. • Se deben utilizar hornos crematorios convencionales cuando se trate de pocas aves sacrificadas. Compostaje El compostaje es un proceso de descomposición controlada de la materia orgánica. La descomposición ocurre en un ambiente aerobio en presencia de determinadas condiciones de pH, temperatura y humedad, en la cual microorganismos mesófilos y termófilos elevan la temperatura por un tiempo determinado permitiendo así la inactivación viral. Este método puede ser alternativo al enterramiento en sitios en que, por razones de legislación o alto nivel de las napas freáticas, no se permita el enterramiento. Para su planeamiento, se deben considerar la disponibilidad de materiales necesarios para su realización (ej.: fuente de carbono como paja), su ubicación y el tiempo requerido para la inactivación viral a temperaturas adecuadas (15 días a temperaturas mayores a 62 ºC). Se puede realizar luego una eliminación definitiva, enterrando el compost. 35 �Eliminación de la cama, deyecciones de aves o productos avícolas La cama, las deyecciones, los huevos u otros deben tratarse mediante un método idóneo para eliminar el virus. Dicho método debe incluir una de las siguientes manipulaciones: a. Se enterrarán con los cadáveres a una profundidad que impida el acceso a parásitos, aves silvestres u otros animales. b. Se incinerarán o tratarán con vapor de agua a temperatura de >70°C. c. Se amontonarán y humidificarán (si resultara necesario para facilitar la fermentación), se cubrirán para mantener el calor de forma que se alcance una temperatura de fermentación mínima de 20 °C y se mantendrán cubiertos durante 42 días. d. En el caso de haber utilizado como método de sacrificio la espuma, la cama o guano debe enterrarse en forma separada de las aves sacrificadas. Medidas higiénico-sanitarias para el sacrificio y eliminación La realización del sacrificio y la eliminación de los lotes afectados se realizarán bajo la supervisión del Senasa. Teniendo en cuenta que el humano es el principal vehiculizador del virus entre granjas y sobre todo a grandes distancias, estas actuaciones exigen contemplar una serie de medidas higiénico-sanitarias destinadas a la eliminación efectiva del virus y a evitar su propagación. Por ello, es necesario que: • en el sacrificio y eliminación participen exclusivamente el número de personas necesarias para el mismo (únicamente el personal afectado a estas áreas, sin tener contacto con otras granjas avícolas); • se disponga de un lugar de desinfección a la entrada y salida de la explotación para vehículos y calzados. • todo el personal utilice ropa adecuada para tal fin y todo el material descartable sea eliminado en la misma explotación; • el material no desechable sea desinfectado en forma adecuada, previo a su retiro de la explotación; • se mantenga una adecuada y estricta higiene de las manos y desinfección de botas, después del contacto con aves de corral o con superficies contaminadas. Biodigestor La tecnología de digestión anaeróbica es utilizada para el procesamiento de residuos orgánicos, consolidándose con la implementación de plantas de biogás. Las aves sacrificadas deben moverse, previa autorización del Senasa, en camiones herméticamente cerrados y desinfectados al egreso e ingreso del establecimiento. El mismo debe ir con la documentación correspondiente y con certificado de desinfección suscrito por el veterinario acreditado en Sanidad y Bienestar Aviar. 36 �Procedimiento de limpieza y desinfección La limpieza se define como la eliminación de la materia orgánica, suciedad, grasitud o polvo que es visible en una superficie. Por su parte, la desinfección es el procedimiento de reducción de los microorganismos infectantes a niveles seguros, mediante la aplicación de productos específicos para tal uso. La desinfección solo es efectiva si antes se realizó una correcta limpieza de la superficie o zona infectada. Las operaciones de limpieza y desinfección se llevarán a cabo bajo la supervisión y en concordancia con el veterinario oficial del Senasa. Previo a la desinfección, se informará al avicultor/propietario de las medidas de bioseguridad y el protocolo de limpieza que se deberá efectuar. El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección debe estar provisto de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable. Todo el equipo de protección individual, incluyendo calzado, deberá limpiarse y desinfectarse al terminar el operativo. Limpieza Una vez extraídos los cadáveres, restos de alimentos o cualquier materia orgánica para su eliminación, se realizará una limpieza profunda de las instalaciones con un producto desengrasante (detergentes u otros surfactantes autorizados) y agua. Deben preferentemente emplearse sistemas de limpieza a presión con agua caliente, a fin de favorecer la eliminación de la suciedad adherida. Como se mencionó anteriormente, todo material infectivo, cadáveres, alimento, guano, cama, subproductos y demás materia orgánica se debe eliminar por enterramiento. Desinfección Se rociarán todas las superficies limpias que hayan estado en contacto con las aves infectadas y las cercanas a los mismos con desinfectantes autorizados por el Senasa, dejando que el producto actúe el tiempo que indique el fabricante. Luego, se deberá enjuagar con agua fría. El desinfectante debe permanecer durante veinticuatro horas como mínimo. Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos, incluyendo las dependencias ajenas como cuartos de baños, almacenes de alimentos y utensilios, depósitos de pienso, depósitos de agua de bebida, entre otros, deben tratarse en forma similar con especial atención al uso de agua caliente o vapor a temperatura de >70 °C. Aquellos implementos que se pudieran remover del galpón se ubicarán en un lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo menos 28 días. 37 �Los desagües y conductos de evacuación se llenarán con desinfectantes concentrados. Una vez transcurridos los siete días de la primera limpieza y desinfección, se recomienda repetir el procedimiento de limpieza y desinfección. Posteriormente, se procederá a realizar un programa integrado de control de plagas (artrópodos y roedores), ya que los mismos pueden actuar como vectores mecánicos, mediante productos insecticidas y rodenticidas autorizados por el Senasa. Desinfectantes y productos químicos recomendados Los desinfectantes recomendados que pueden emplearse en el proceso de desinfección en brotes de IAAP son los agentes tensoactivos catiónicos (sales de amonio cuaternario 4 %), agentes oxidantes (hipoclorito de sodio 2 %, hipoclorito de calcio 2 % y Virkon®), aldehídos (glutaraldehido 2 %), ácidos (ácido cítrico 2 %) y álcalis (hidróxido de sodio 2 %, hidróxido de calcio 3 %; carbonato de sodio 4 %); fenoles sintéticos 2 % y ácido cresílico 2 %. Este listado no es definitivo y se podrán utilizar otros compuestos que determine oportunamente el Senasa. Registro Se debe elaborar y conservar un registro escrito de todas las actividades, consignando el trabajo realizado, la fecha y los productos aprobados por el Senasa, como se observa en el Anexo N.° 6. 38 �Anexos Anexo 1: Actas que se deben cargar en el SUR con el antecedente sanitario correspondiente a cada momento de la detección de IAAP Actividades dentro del período de vigilancia Confirmación de brote Tipo de antecedente BROTE DE INFLUENZA AVIAR H5 INSPECCIÓN DE PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVÍCOLA Documentación para adjuntar en cada AS Fecha de alta Fecha de baja Orden de análisis con resultado positivo Fecha de la orden de análisis Formulario de encuesta epidemiológica Fecha de realización de la encuesta Acta de sacrificio (incluye limpieza y desinfección) Fecha inicio sacrificio Fecha fin de limpieza y desinfección Acta constatación de Cierre de brote Fecha de cierre de brote (la misma que fin de limpieza y desinfección) Acta de constatación de levantamiento de interdicción Fecha de realización de levantamiento Anexo 2: Actas que se deben cargar en el SUR con el antecedente sani- tario correspondiente al momento de la atención la sospecha de IA Atención de la sospecha Tipo de antecedente AVES MUESTREO SOSPECHA DE I.AVIAR/ENC Documentación para adjuntar en cada AS Fecha de alta Fecha de baja Actas toma de muestra (SIGATM) Fecha toma de muestra Fecha de emisión de resultado Acta constatación (constatando existencias, signos clínicos e interdicción) Fecha de realización de acta 39 �Anexo 3: Se deberá considerar la carga del correspondiente antecedente sanitario, según lo observado al momento de la inspección en función del siguiente cuadro ANTECEDENTE SANITARIO MOTIVO INSPECCIÓN PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVÍCOLA - SIN INCONSISTENCIAS Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral no se encuentra inconsistencias al cumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019. Si el predio es de aves de traspatio se debe cargar cuando visita el mismo. INSPECCIÓN PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVÍCOLA - CON INCONSISTENCIAS GRAVES Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral se encuentra inconsistencias graves en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019 o en caso de visitar predio de aves de traspatio y observa que convive con producción industrial. INSPECCIÓN PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVÍCOLA - CON INCONSISTENCIAS MODERADAS Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral se encuentra inconsistencias moderadas en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019. INSPECCIÓN PREDIO/ ESTABLECIMIENTO AVÍCOLA - CON INCONSISTENCIAS LEVES Se debe cargar cuando al momento de la visita al predio de aves de corral encuentra inconsistencias leves en el incumplimiento de la Resolución Senasa N.° 1699/2019 40 �Anexo 4 41 �42 �Anexo 5 43 �Anexo 6 44 �45 �46 �47 �48 �Contacto Programa Nacional de Sanidad Aviar Correo: avesygranja@senasa.gob.ar Teléfono de contacto: (011) 4121 – 5409. 49 �argentina.gob.ar/senasa � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guía operativa. Influenza aviar en aves de corral. Plan de contingencia Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0198 Abstract A summary of the resource. El presente documento tiene como objetivo proporcionar información técnica al personal profesional del Senasa sobre las estrategias, medidas sanitarias, acciones y actividades generales que debe realizar el Servicio ante la confirmación de uno o más brotes de influenza aviar (IA) en aves de corral en la República Argentina. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Marco legal: referencias normativas y recomendaciones internacionales Glosario conceptual La enfermedad Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias Estrategia sanitaria y procedimientos de respuesta Procedimiento de atención y seguimiento de influenza aviar tipo a H5H7 en aves de corral Procedimiento de muestreo - Establecimientos dentro de la ZCS Sacrificio sanitario y disposición final de las aves Procedimiento de limpieza y desinfección Anexos Enfermedades de las Aves Influenza Aviar https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/2351c7e4d120fd0ddb012599f830a81f.pdf ed45d4614cbf519e317fed8066462c84 PDF Text Text GUÍA OPERATIVA Notificación y atención de sospechas de influenza aviar y enfermedad de Newcastle En aves (de corral y de no corral) y mamíferos marinos �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �INDICE Introducción 5 Definiciones 5 Obligatoriedad de notificar 5 Vías de notificación 6 Sospecha de influenza aviar/enfermedad de Newcastle 6 Consideraciones generales de sospecha 6 Aves de corral y de traspatio 6 Eventos sanitarios 7 Consideraciones epidemiológicas 7 Aves silvestres 7 Mamíferos marinos 8 Procedimientos 8 Sospecha 8 Previo a la visita al predio 9 En el predio con sospecha 11 Medidas de protección personal 11 Secuencia de colocación del EPI 12 Secuencia de retirada del EPI 12 Otras consideraciones 13 Inspección del establecimiento 13 Interdicción del establecimiento 14 Movimientos o traslados 14 Censo 14 Ficha técnica 14 Extracción de muestras 18 Aves comerciales 18 Materiales 18 Tipo de muestra 18 Consideraciones para tener en cuenta 19 Aves silvestres (observaciones y recolección de datos) 19 Conservación 21 Tipo y cantidad 21 Aves de corral 22 Aves no de corral (traspatio) 22 Aves silvestres y mamíferos marinos 22 Resumen de tipo y cantidad de muestras 23 Acondicionamiento 23 Embalaje primario 23 Embalaje secundario 23 � Embalaje terciario 24 Envío 24 Protocolo en SIGATM 26 Envío al laboratorio oficial del Senasa 26 Aislamiento 27 Tránsito 27 Carga en el SUR 27 Diagnóstico 28 Contacto 29 Anexo 29 �Introducción La presente guía tiene como objetivo proporcionar información técnica a los profesionales y técnicos del Senasa sobre las acciones que deben seguir en caso de recibir una notificación de sospecha por Influenza Aviar (IA) o enfermedad de Newcastle (ENC) –ambas de declaración obligatoria– en aves de corral, aves no de corral y mamíferos marinos. La Influenza Aviar y enfermedad de Newcastle son enfermedades zoonóticas, cuya transmisión puede efectuarse por contacto indirecto a través de vehículos (autos, celulares, ropa, calzados, etc.) o por contacto directo, con la manipulación de aves enfermas, sospechosas o muertas, o bien durante el desarrollo de actividades que impliquen el contacto con fluidos o excreciones de animales. Los animales infectados eliminan el virus por medio de sus excreciones y secreciones. Si se confirma la presencia de alguna de estas enfermedades, las medidas sanitarias de control y erradicación previstas en la legislación deberán ser implementadas de forma inmediata. Definiciones Aves de corral: designa todas las aves criadas o mantenidas en cautiverio para la producción de productos comerciales animales, o la reproducción para estos fines. Las aves no de corral se consideran como aves de corral cuando tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones avícolas. Aves de traspatio: designa a las aves que se crían en un predio registrado ante el Senasa como aves de traspatio, cuyos productos están destinados únicamente para el autoconsumo. Aves silvestres cautivas: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto significativamente afectado por la selección humana, pero que están cautivas o viven bajo supervisión o control de los seres humanos. Aves silvestres de vida libre: designa a aves cuyo fenotipo no se ha visto afectado por la selección humana y que viven independientes, sin necesitad de supervisión o control por parte de los seres humanos. Aves no de corral: incluye a las aves silvestres de vida libre, las de traspatio y las silvestres cautivas criadas para espectáculos, competencias, exposiciones, colecciones de zoológicos y concursos, reproducción o la venta. También abarca a las aves de compañía, siempre y cuando no tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones de producción avícolas. Mamíferos marinos: incluye a los mamíferos marinos que se han adaptado a vivir en el mar y que, según el conocimiento actual, son susceptibles a los virus de influenza aviar, como por ejemplo los delfines, lobos marinos, focas, elefantes marinos. Obligatoriedad de notificar El artículo 6º de la Resolución Senasa N° 153/2021 establece la obligatoriedad para toda autoridad nacional, provincial o municipal, veterinarios, trans- 5 �portistas, entes sanitarios, personas responsables o encargadas de cualquier explotación ganadera, industrial o doméstica, universidades, organismos de investigación, zoológicos, parques o reservas naturales nacionales, provinciales o municipales y laboratorios diagnósticos estatales o privados, o cualquier persona humana o jurídica, de notificar y reportar al Senasa una sospecha o confirmación de caso de todas las enfermedades, síndromes y eventos listados en la normativa en cuestión, en todas las especies de animales domésticos y de la fauna silvestre. Vías de notificación La notificación de sospechas de enfermedades de notificación obligatoria debe realizarse a través de los siguientes canales oficiales: Presencial (o telefónicamente) en las oficinas del Senasa. WhatsApp al (11) 5700 5704. Correo electrónico notificaciones@senasa.gob.ar Formulario Avisá al Senasa, disponible en el sitio web oficial. Sospecha de influenza aviar/enfermedad de Newcastle Se considera sospecha a las situaciones en las que se presenta un cuadro clínico sindrómico compatible o se detectan resultados patológicos post mortem o resultados de laboratorio indicativos de la posible infección por IA o ENC, pero que no son concluyentes; o se ha establecido un vínculo epidemiológico con un caso confirmado de una infección o infestación. Consideraciones generales de sospecha a. La detección de una o más aves con algún signo clínico o lesiones anatomopatológicas compatibles con IA y ENC, aumento repentino de la mortandad o alteración de parámetros productivos. b. Una o más aves que, según investigación epidemiológica, resulten nexo epidemiológico a un brote, y que pueden o no presentar signos clínicos o lesiones anatomopatológicas compatibles con la/s enfermedades. c. En aves de corral, un diagnóstico positivo de laboratorio a IA H5/H7 por pruebas serológicas o moleculares, sin la presencia de signos clínicos compatibles, mortandad o alteración de parámetros productivos asociados. d. En aves de no corral, un diagnóstico positivo de laboratorio a IA H5/H7 por pruebas serológicas, sin la presencia de signos clínicos compatibles, mortandad o alteración de parámetros productivos asociados. Aves de corral y de traspatio La decisión de considerar como sospechosa a una explotación de IA/ENC se encuentra normada en la Res. Senasa N.° 153/2021, la cual establece los siguientes síndromes y criterios: Caída de postura: disminución de la postura mayor al 5% durante más 6 �de 2 días sin ninguna justificación. Los huevos pueden ser deformes, sin pigmentación, de color anormal, ásperos, de cáscara delgada o sin cáscara y con albúmina acuosa. Síndrome neurológico (SN): tortícolis, opistótonos, movimientos rítmicos laterales de la cabeza, temblores, ataxia, incoordinación, paresia o parálisis, espasmos clónicos, desorientación, nistagmo, alteraciones visuales, movimientos circulares y convulsiones. Síndrome respiratorio (SR): estornudos, tos, jadeo, rales, supuración ocular y nasal, senos paranasales infraorbitarios inflamados o sinusitis, conjuntivitis asfixia y estertores. La cabeza y el cuello se encuentran extendidos hacia delante y hacia arriba durante la inspiración. Se debe notificar cuando está asociado a una mortandad semanal superior al 3% sin justificar. Eventos sanitarios Son aquellos que, por sus características epidemiológicas, presentan las siguientes características: Aparición por primera vez de una enfermedad o una cepa nueva de un agente patógeno, en el país o en una región. Mortandades de animales superiores a la media habitual de la unidad productiva; en aves representa un índice de mortalidad semanal superior al 3%. Mortandad de fin de ciclo mayor o igual al 10%, sin justificar. Reducción de la ingesta de alimento y agua superior al 20%, sin causa aparente, en planteles comerciales de aves de corral. Cualquier situación sanitaria fuera de lo común. Todo indicio clínico o lesión post mortem que sugiera la presencia de IA/ENC. Consideraciones epidemiológicas Si las aves han estado en contacto directo o indirecto con una explotación avícola que haya estado infectada con el virus de la IA o ENC. Si una explotación de cría o recría ha distribuido aves que, según se haya demostrado posteriormente, estuvieran infectados con el virus de la IA o ENC. Si existe la posibilidad de que las aves hayan estado expuestos al virus de la IA o ENC, por ejemplo, debido a la entrada en la explotación de personas, vehículos, etc. Aves silvestres Al momento de determinar una sospecha de IA/ENC en aves silvestres, se deberá tener en cuenta: Que se trate de una mortalidad que afecta a una o más especies, y más de 3 individuos en el mismo lugar o área. Que las aves muertas se localicen cercanas a establecimientos avícolas. Que las aves muertas se localicen en zonas húmedas (lagunas, ríos, 7 �embalses etc.), y en particular cuando estas áreas se encuentren próximas a establecimientos avícolas. Especies de mayor interés: aves acuáticas y marinas, como patos, gansos, cisnes, grullas, playeritos, gaviotas, pelicanos, flamencos, petreles; y aves rapaces, como jotes, chimangos, caranchos, gavilanes, búhos. Nota: ante cualquier consulta, comunicarse con la Coordinación General de Epidemiología de la Dirección Nacional de Sanidad Animal. El contacto de aves silvestres con aves domésticas es un factor determinante para la aparición de nuevos brotes. Mamíferos marinos Al momento de determinar una sospecha1 de influenza aviar en mamíferos marinos, se deberá tener en cuenta: La detección de animales con signos clínicos compatibles con IA o animales muertos. Coexistencia de mamíferos marinos y aves silvestres con sintomatología compatible a IA o mortandad. En este caso, se deberá tomar muestras de ambas especies. 1 Dado que la situación epidemiológica de la influenza aviar es dinámica se deben verificar las indicaciones vigentes comunicadas por memorándum oficial de la Dirección Nacional de Sanidad Animal. Procedimientos Sospecha Ante la recepción de una notificación de sospecha, como medida preventiva inmediata y hasta confirmar si efectivamente se trata de un caso sospechoso, se deberá bloquear la autogestión del predio, restringir los ingresos y egresos y comunicar de inmediato al área de notificación de sospechas de enfermedades de denuncia obligatoria, la cual articulará con el Programa Nacional de Sanidad Aviar y la Coordinación General de Epidemiologia para que se indiquen las medidas sanitarias que se implementarán. 8 �El veterinario del Senasa debe cumplir, dentro de las 24 horas de recibida una notificación, con la intervención sanitaria en el predio. Es posible descartar la sospecha antes de concurrir al predio cuando: Se identifica otra posible causa de la sintomatología. La mortandad observada está relacionada al manejo de la temperatura, la humedad, altos niveles de amoníaco. Se reconocen intoxicaciones alimenticias o por el agua, por ejemplo. En esos casos, el veterinario oficial deberá completar en el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (SIGSA) el protocolo de enfermedad directamente como Caso Descartado de influenza aviar o enfermedad de Newcastle (según corresponda), seleccionando el síndrome o evento que más se ajuste a la situación: síndrome respiratorio, nervioso, caída de postura y/o mortandad, según Res. Senasa N.° 153/2021, justificando correctamente el motivo de descarte. De proseguir con la atención de la sospecha de IA o ENC, se deberá registrar el correspondiente Protocolo de Enfermedad de Notificación Obligatoria ingresando al SIGSA. Previo a la visita al predio Las medidas de biocontención y procedimientos de atención tienen la finalidad de controlar y evitar la dispersión del posible patógeno, hasta tanto se descarte o confirme la presencia de un agente infeccioso. Entre las acciones que el veterinario oficial del Senasa deberá seguir antes de la visita al establecimiento, se incluyen: a. En caso de no poseer número de Renspa, otorgar y registrar la actividad avícola correspondiente. b. Reconfirmar el bloqueo de la autogestión y de emisión de movimientos efectuado. El establecimiento quedará interdictado con prohibición de ingreso y salida de aves. Durante el tiempo que dure la sospecha, no se podrán retirar cadáveres de aves, carne de aves de corral, piensos, utensilios, materiales, desperdicios, guano, cama, huevos, o cualquier otro elemento de la explotación que pueda ser portador del virus de la IA/ENC, en cumplimiento con las medidas de bioseguridad necesarias para minimizar el riesgo de propagación de la enfermedad. c. Verificar en el SIGSA y en el Sistema Único de Registros (SUR): 1. stock de aves; 2. últimos movimientos 14 días previos a la sospecha; 3. georreferenciación; 4. infraestructura; 5. veterinario acreditado en sanidad y bienestar de las aves. 9 �Cualquier desvío observado en la visita se debe subsanar en el sistema al regreso de la misma. d. Cargar el antecedente sanitario “Muestreo sospecha de I.AVIAR/ENC”, con la fecha de atención de la sospecha. e. Comunicar con el veterinario acreditado en sanidad y bienestar de las aves para poder fiscalizar con su presencia el establecimiento. f. En caso de que la sospecha sea en aves o mamíferos silvestres en cautiverio (zoológicos, ecoparques, centros de rescate o similar) se deberán tomar las mismas medidas, contemplando las diferencias entre un predio rural y este tipo de establecimientos. Particularmente, para estos casos, se debe: I. Prohibir el traslado de animales dentro o fuera de las instalaciones, excepto situaciones específicas que se evaluarán en conjunto entre las autoridades de fauna, los responsables veterinarios del predio y el Senasa. II. Suspender temporalmente la administración de exámenes médicos rutinarios/preventivos a las aves y mamíferos marinos. III. Posponer todas las actividades no esenciales para evitar la dispersión del virus entre los diferentes recintos. IV. Exigir la desinfección del calzado/cubrebotas desechables y ropa exterior para entrar y al salir de los recintos de animales y/o áreas de manejo en los recintos de animales. g. En caso de que la sospecha sea en aves o mamíferos silvestres de vida libre, se deberá comunicar con las autoridades provinciales de fauna silvestre. Particularmente, para estos casos, se debe: I. recomendar que se limite el acceso de personas, animales de compañía y vehículos a la zona donde ocurrió la sospecha. II. evaluar la posibilidad de implementar - de ser necesario - el procedimiento veterinario para realizar sedación, eutanasia y toma de muestras. Los protocolos de eutanasia serán elegidos por los equipos locales con experiencia en la materia, en función de la disponibilidad de drogas aptas para esta especie y de acuerdo a los criterios y legislación vigente en cada jurisdicción. III. realizar la remoción y disposición final del cadáver (a cargo de la autoridad municipal, provincial o nacional correspondiente), con el fin de evitar el contacto con el público y la propagación del virus mediante perros, aves y mamíferos carroñeros que puedan acceder al cadáver. IV. desaconsejar el traslado de los animales con sintomatología relacionada a Influenza aviar a centros de rehabilitación o atención primaria de fauna marina. h. Registro y protocolización. Completar en el SIGSA el protocolo de enfermedad, según el siguiente criterio: motivo del protocolo: sospecha; seleccionar el síndrome o evento que más se ajuste a la situación: sín- 10 �drome respiratorio, nervioso, caída de postura y/o mortandad, según Res. Senasa N.° 153/2021; especie: seleccionar “Aves” en caso de tratarse de explotaciones comerciales o traspatio. Indicar “Fauna Silvestre” si se encuentran involucradas aves o mamíferos de la fauna silvestre (por ejemplo, lobo marino); enfermedad: seleccionar “Influenza aviar” o “enfermedad de Newcastle”, según corresponda. tipo: en caso de haber seleccionado la especie “Ave”, deberá indicar en este campo si corresponde a una explotación de traspatio o comercial. En los casos en que se encuentren afectadas aves y mamíferos, cuando se inicie el protocolo se deberán detallar todas las especies afectadas en la tabla de población. Por ejemplo. preparar los insumos necesarios para la toma y acondicionamiento de la muestra. En el predio con sospecha Medidas de protección personal A partir de la detección de casos de IA en personas, se han desarrollado una serie de recomendaciones que el veterinario oficial debe tener en cuenta al momento de atender una sospecha de la enfermedad en aves de corral y no corral. Antes de ingresar a predios con aves y proceder a la manipulación de aves enfermas, sospechosas o materiales contaminados, se deberá disponer de Equipos de Protección Individual (EPI) que serán utilizados durante toda la jornada de trabajo, esto es, mientras dure la exposición al riesgo. Una vez finalizadas las tareas, los elementos deberán quitarse y desecharse en el mismo establecimiento. Se debe asegurar que todos los agentes tengan acceso a los EPI. Los componentes del mismo son: Protección corporal: ropas protectoras, preferiblemente mamelucos desechables con manga larga y ajustables en los extremos más un delantal impermeable. Protección de cabeza con gorro/cofia desechable que cubra completamente los cabellos. 11 � Protección de pies con botas de goma o poliuretano que puedan ser desinfectados y, preferentemente, cubrebotas desechables. Protección de manos con guantes protectores desechables (de nitrilo o vinilo) o guantes de trabajo de goma resistente que puedan desinfectarse; para evitar dermatitis pueden usarse guantes de algodón por debajo de los guantes protectores. Protección respiratoria mediante respiradores que cubran boca y nariz. En casos particulares se podrán requerir equipos de respiración autónoma. Protección ocular por medio de anteojos protectores, que deben lavarse y desinfectarse después de su uso. El procedimiento de colocación y retirada del EPI tiene como objetivo reducir al mínimo la posibilidad de autocontaminación y autoinoculación. Secuencia de colocación del EPI 1. Colocar el primer par de cubrecalzados. 2. Colocar el mameluco descartable. 3. Colocar el primer par de guantes, asegurándose de que queden debajo de las mangas del mameluco; para ello, perforar el mameluco con el dedo pulgar. 4. Colocar el segundo par de guantes sobre las mangas del mameluco. Si es necesario, sellar los extremos con cinta adhesiva para asegurar el ajuste. 5. Colocar el segundo par de cubrecalzados. 6. Colocar el protector respiratorio (barbijo) y verificar que esté bien ajustado. 7. Colocar el gorro o cofia desechable. 8. Colocar los anteojos protectores. En el caso de usar botas, las mismas deben quedar debajo del mameluco. Luego, colocar por encima un par de cubrebotas. Secuencia de retirada del EPI Previo al retiro del equipo, es necesario conseguir una bolsa de residuos para desechar el EPI y un balde con líquido desinfectante. Luego, seguir los siguientes pasos: 1. Realizar un lavado higiénico de los guantes con el desinfectante. 2. Retirar el gorro/cofia. 3. Desanudar el segundo cubrecalzado. 12 �4. Retirar el mameluco con una mano desde el lado externo, de manera que el par de guantes externo se desprenda junto con él. Enrollar el mameluco hacia abajo, dejando expuesta la parte interna y manteniendo la externa hacia adentro. 5. Realizar un lavado higiénico de los guantes en contacto con la piel con el desinfectante. 6. Retirar los anteojos protectores y lavarlos en el desinfectante. 7. Retirar el primer cubrecalzado. 8. Retirar la mascarilla, tomándola desde las bandas elásticas, sin tocar la parte frontal. 9. Realizar un tercer lavado higiénico de manos. 10. Retirar el primer par de guantes en forma de rollo, tratando de no tocar la parte externa del guante. En caso de tener botas, lavarlas y desinfectarlas con cepillo, luego proceder como indican los puntos 9 y 10. Otras consideraciones Con respecto a la higiene de las manos, las mismas deben lavarse con agua y jabón durante 15/20 segundos o utilizar otros procedimientos estándares de desinfección de las manos. Los EPI deben desecharse adecuadamente, disponiéndolos en bolsas plásticas y dentro de un recipiente con tapa, cuidando que no contaminen otros lugares. El dispositivo plástico debe cerrarse cuidadosamente antes de su eliminación. Usar una muda limpia de ropa protectora en cada instalación visitada. Después de visitar una instalación sospechosa/afectada, las personas no deben acudir a lugares de reunión pública sin haberse bañado, incluyendo lavado del pelo y cambiado de ropa. Asimismo, el profesional no podrá ingresar a otro establecimiento/predio avícola sin un vacío sanitario de 72 horas. Material audiovisual Para visualizar el procedimiento de colocación y retirada del EPI, acceder aquí. Inspección del establecimiento De tratarse de un establecimiento de aves de corral, el veterinario oficial deberá realizar la inspección utilizando el SIG APP formularios (ID: 9015). >> Siempre se debe llevar el acta de constatación, la cual luego será cargada en el sistema SIGACTAS (también se deberá realizar si el predio es de aves no de corral o mamíferos marinos). 13 �El veterinario deberá llevar a cabo una anamnesis exhaustiva del establecimiento y de los síntomas presentados: Renspa, edad de las aves, plan de vacunación (especificar si se encuentran vacunadas contra la enfermedad de ENC), cantidad de aves, mortalidad, morbilidad, tipo de alimento proporcionado, constatar medidas de bioseguridad, movimientos realizados, visitas, posibles nexos epidemiológicos, etc. según corresponda. En primera instancia, se deberá visitar la zona de almacenamiento de alimento para evaluar esta vía como posible fuente de infección. Luego, se deberá observar los alrededores del predio para evaluar la presencia de aves silvestres, cuerpos de agua (natural o artificial) y estado de la malla antipájaros. Posteriormente, el veterinario del Senasa deberá recorrer únicamente los galpones afectados. En el caso de zoológicos y entidades afines, primero se deberán recorrer las áreas donde no haya animales, a fin de evaluar el almacenamiento de alimentos y otras potenciales vías de ingreso de la enfermedad. Luego, se deberá recorrer las zonas no afectadas para comprobar que no haya sintomatología compatible o animales muertos. Por último, se deberán visitar las zonas afectadas. Interdicción del establecimiento En este caso, se deberá realizar la comunicación de lo actuado al propietario o responsable mediante el labrado de un Acta de constatación. En la misma debe figurar el motivo de la inspección y la comunicación al productor de la interdicción del establecimiento, indicando de manera detallada que no podrá ingresar ni egresar aves, productos ni subproductos hasta que se descarte la sospecha. De observarse la presencia de sintomatología compatible, se deberá proceder a la atención de sospecha descripta. Es importante considerar que, de ser necesario, se interdictarán los establecimientos vecinos que por razones geográficas o de contacto justifiquen la medida. Movimientos o traslados Los movimientos de personas, otras especies animales, vehículos, alimentos, residuos o cualquier elemento capaz de transmitir IA/ENC estarán subordinados a la autorización de la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA) o a las personas que el Senasa designe. Censo Se deberá realizar el censo de todas las aves del establecimiento/predio o local por categoría (identificando el número de aves halladas vivas, muertas y enfermas), así como también de otras especies animales presentes en la explotación. Ficha técnica Completar y enviar al área de notificación de sospechas de enfermedad denunciable (vía correo electrónico o WhatsApp) las siguientes fichas técnicas: 14 �Aves de corral y aves de traspatio Datos generales Historial N.° de protocolo: Signos clínicos: Oficina: Fecha inicio de signos: Tipo de ave (Ejemplo: ponedoras). Establecimiento positivo en un radio de 10 km: SI/NO. Especie. Ejemplo: gallina. N.° total de animales (tipo y cantidad). Ejemplo: 5 patos, 10 gallinas, 2 gansos. N.° total de animales con signos clínicos (tipo y cantidad): N.° total de animales muertos hasta día de atención. Muestras Muestras en aves vivas: describir si se envía en pool o no, la especie muestreada y cantidad de hisopos de cada especie muestreada. No se debe mezclar hisopos de diferentes especies. Hisopados orofaríngeos o traqueales: por ejemplo: pool N°1: contiene 5 hisopos de gallina, pool N°2: contiene 2 hisopos de pato. Hisopados cloacales: Envío Tipo de envío: vehículo oficial/ ómnibus/ aéreo/ puerta-puerta. Fecha de despacho: solo en caso de encomiendas tercerizadas. Muestras aves muertas: describir el tipo de hisopo, si se envía en pool o no, la especie muestreada y cantidad de hisopos de cada especie muestreada. Si se envían cadáveres, detallar la especie y la cantidad. No se debe mezclar hisopos de diferentes especies. Hisopados cloacal y traqueal: tomar una muestra cloacal y una traqueal por cada animal muerto. Responsables de atención Atendió: Supervisó: Contactos: Vehículo oficial: dominio (exclusivo uso de vehículos oficiales o vehículos afectados). Fecha de arribo al laboratorio: 15 �Mamíferos y aves silvestres Datos generales N.° de protocolo: Oficina local: Nombre establecimiento/lugar: Historial mamíferos marinos Signos clínicos. Ejemplo: signos respiratorios, letargo. N.° total de animales presentes (especie y cantidad): Especies afectadas con signos clínicos. Ejemplo: 2 lobos marinos y 1 elefante marino. Especies afectadas c/mortandad. Ejemplo: 1. Historial aves silvestres Presencia de aves silvestres muertas o con signos: SI/NO. Especies (sacar foto): N.° total de animales (tipo y cantidad). Ejemplo: 5 gaviotas, 10 gaviotines, 2 pelícanos. N.° total de animales con signos clínicos (tipo y cantidad). N.° total de animales muertos hasta el día de la atención Muestras: detallar la especie y cantidad de hisopos por especie Hisopados nasales: Hisopados rectales: Hisopados pulmonares: Hisopados cerebrales: Muestras aves vivas: describir el tipo de hisopo, si se envía en pool o no, la especie muestreada y cantidad de hisopos de cada especie muestreada. Hisopados orofaríngeos o traqueales: Hisopados cloacales: Envío Tipo de envío: vehículo oficial/ ómnibus/aéreo/puerta-puerta. Fecha de despacho: solo en caso de encomiendas tercerizadas. Muestras aves muertas: describir si se envía en pool o no, la especie muestreada y cantidad de hisopos de cada especie muestreada. Hisopados orofaríngeos o traqueales: Hisopados cloacales y traqueales. Tomar una muestra cloacal y una traqueal por cada animal muerto. Responsables de atención Atendió: Supervisó: Contactos: Vehículo oficial: dominio (exclusivo uso de vehículos oficiales o vehículos afectados). Fecha de arribo al laboratorio: 16 �Se debe tomar fotografías de las aves afectadas, con especial hincapié en crestas, barbillas y patas. La información debe ser enviada junto con la ficha técnica. Ejemplos de fotografías tomadas durante la atención de sospecha s en 2023 en Argentina: 17 �Extracción de muestras El contagio de las personas puede producirse tanto por vía aerógena como por contacto a través de las mucosas. Por ello, es fundamental tomar los recaudos necesarios durante la recolección de muestras y su posterior envío al laboratorio. La IA y ENC pueden afectar a las aves comerciales y silvestres, por lo que se debe considerar que una mortandad de especies silvestres también deberá trabajarse como sospecha, según se indica a continuación. Aves comerciales Materiales EPI: guantes, mameluco descartable, cubre calzado, protección respiratoria y ocular. Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. Hisopos estériles de dracrón, rayón o fibra de poliéster (no de algodón ni de alginato de calcio) con palillo de plástico (no madera). Tubo de polipropileno transparente, fondo redondo, dimensiones (mm) 11 x 55, volumen (ml) de 3 a 4. Con tapón a presión con aletas o tapón a rosca. Medio de transporte viral (BHI: caldo cerebro corazón, caldo triptosa fosfato tamponado, caldo nutritivo, caldo peptona o medio comercial de transporte para virus) o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9%, estéril o PBS, hasta cubrir la cabeza del hisopo (de 3 a 5 ml por pool). Se deben remitir hasta 5 hisopos por tubo. Tijera para corte de los cabos de los hisopos. Conservadora y refrigerantes. Tipo de muestra 1 Hisopado (uno por ave): a. Cloacal: Levantar las plumas de la cola despejando la zona cloacal e introducir el hisopo en la cloaca. Se debe girar el hisopo 2 o 3 veces hasta obtener una muestra. El virus no se encuentra en la materia fecal, sino dentro de las células, por lo que se debe raspar fuerte contra la pared de la cloaca para que el hisopo arrastre algunas células. b. Traqueal: Levantar la cabeza del ave, abrir su pico, extraer suavemente la lengua e introducir el hisopo en la tráquea, girando 2 o 3 veces de manera enérgica para extraer algunas células (al extraer la lengua se hace bien visible el orificio traqueal). c. Orofaríngeo: Levantar la cabeza del ave, abrir su pico, movilizar el hisopo de 3 a 4 veces, raspando de manera enérgica las paredes de la cavidad orofaríngea para retirar algunas células. 18 �Para mamíferos marinos, se sugiere realizar hisopado nasal, rectal, pulmonar (a través de una incisión intercostal) y cerebral (a través del foramen atlanto-occipital). Consideraciones para tener en cuenta Se debe mojar el hisopo con el medio de transporte viral o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9%, estéril o PBS previo a la extracción del material. Luego de tomar la muestra cortar de inmediato la extremidad del hisopo y sumergirlo en el tubo previamente identificado. Los hisopos deben estar sumergidos en el medio de transporte viral (BHI: caldo cerebro corazón, caldo triptosa fosfato tamponado, caldo nutritivo, caldo peptona o medio comercial de transporte para virus) o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9%, estéril o PBS, hasta cubrir la cabeza del hisopo (de 3 a 5 ml por pool). Se deben remitir hasta cinco (5) hisopos por tubo. No mezclar hisopados traqueales/orofaríngeos con cloacales, es decir que no pueden ir en un mismo tubo. No mezclar hisopos de diferentes especies. 2. Cadáveres: No está indicado enviar cadáveres al momento de la sospecha, salvo por expresa indicación de la Dirección Nacional de Sanidad Animal. 3. Órganos: No está indicado realizar necropsias por la potencial dispersión de la enfermedad, salvo expresa indicación de la Dirección Nacional de Sanidad Animal. 4. Alimento (opcional): Cantidad mínima 1 kg, con doble bolsa plástica por muestra. Aves silvestres (observaciones y recolección de datos) La información recogida durante la toma de muestras en aves silvestres debe incluir: 1. Localización geográfica mediante utilización de coordenadas. 2. Descripción de la zona de captura (océano, lago, río, estanque, etc.) y su distancia a pueblos y granjas de aves. 3. Tiempo desde que inició el evento. 4. Número y tipo de otras aves silvestres presentes en el área de captura que no fueron muestreadas. Se debe prestar especial atención a las aves que presenten signos de enfermedad, pero que no pudieron ser muestreadas. Registrar la cantidad de animales afectados y su sintomatología. 5. Si es posible, información sobre los movimientos normales de aves silvestres en el área de captura. 19 �También se deberán tomar fotografías digitales, las cuales deberán sacarse lo antes posible luego de la toma de muestras. Es muy importante que, junto al ave fotografiada, aparezca algún objeto que sirva de referencia para poder apreciar bien el tamaño del animal. Las imágenes se deben tomar de la siguiente manera: Ave completa: por su lado dorsal, con un ala extendida y con la cola extendida y visible. Cabeza: de perfil, con el pico claramente visible. Cola: de los extremos de las plumas de la cola, ya que pueden ayudar a valorar la edad del animal. Parte ventral: en condiciones ideales, tomar fotos de esta parte del ave. En estas imágenes se deben apreciar las patas y los dedos, que pueden resultar también útiles para identificar la especie. También debe apreciarse la anilla, si estuviera presente. Ejemplos de fotos tomadas en el transcurso de atención de sospechas durante 2023 en Argentina: 20 �Dado que ya no se remitirán cadáveres al laboratorio, para corroborar la identificación exacta es necesario que se fotografíe toda ave muestreada. Las imágenes deben tener un código que permita relacionarlo con el de las muestras tomadas (cuando se toma la foto, se puede colocar un papel con el número de protocolo al lado del ave). La fotografía es imprescindible en el caso de aves que no hayan podido ser reconocidas por el personal que tomó la muestra. Si no se puede identificar la especie, se perderá información muy valiosa para poder definir el curso de la enfermedad en nuestro país. Conservación Hisopos: las muestras deberán ser conservadas y transportadas, desde su obtención hasta su envío al laboratorio a (+2ºC a +8ºC), en un período que no supere las 72 horas. Plazo ideal: inferior a las 24 horas. Cadáveres: como se mencionó anteriormente, no está indicado el envío de cadáveres o realización de necropsias de aves. Sin embargo, en caso de ser indicado por la DNSA, las aves enteras deberán enviarse de forma inmediata en bolsas de polietileno que no pierdan su contenido y se remitirán refrigeradas (+2ºC a +8ºC) al laboratorio. Plazo máximo: 72 horas. Órganos: en caso de indicarse, se recomienda el envío de los siguientes órganos en bolsa de polietileno estéril o recipiente estéril: tráquea, pulmón, bazo, hígado e intestino (tonsilas cecales). Los intestinos se deben acondicionar en forma separada al resto de los órganos. Si las aves o mamíferos presentan signos nerviosos se tendrá que enviar encéfalo o directamente la cabeza del ave. Tipo y cantidad La toma de muestras se realizará por parte de los veterinarios oficiales del Senasa, teniendo en consideración los siguientes criterios: 21 �Aves de corral Ave viva: 20 hisopados traqueales u orofaríngeos de 20 aves enfermas o en contacto estrecho y colocarlos en pooles de 5 hisopos (remitir 4 pooles). Cadáveres: hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo de 2 cadáveres, en caso que los hubiera. Las aves muertas de las cuales se extraen muestras deben tener menos de 24 horas en este estado (según condiciones climáticas). En el caso de hallar aves moribundas, deberán ser sacrificadas por el veterinario del Senasa. Aves no de corral (traspatio) Ave viva: 10 hisopados traqueales u orofaríngeos de 10 aves o la totalidad, en caso de ser menos de 10 las aves enfermas o con contacto estrecho. Colocarlos en pooles de 5 hisopos si son la misma especie (remitir 2 pooles). Cadáveres: Tomar un hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo de 2 cadáveres en caso que los hubiera. Las aves muertas de las cuales se extraen muestras deben tener menos de 24 horas en este estado (según condiciones climáticas). Si por alguna razón resultase imposible realizar los hisopados, se podrá recoger una muestra de heces frescas. En el caso de hallar aves moribundas, deberán ser sacrificadas considerando la normativa vigente por el personal veterinario del Senasa. Aves silvestres y mamíferos marinos En el caso de aves silvestres de vida libre, si es posible, se deberán hisopar animales sanos que compartan el mismo ambiente, dando prioridad a las aves que viven en tierras húmedas junto a las aves afectadas. Salvo por indicación de la DNSA, no se enviarán al laboratorio aves silvestres muertas. Ave viva: hasta 10 hisopados traqueales u orofaríngeos de aves enfermas o en contacto estrecho. Colocarlos en pooles de 5 hisopos si son la misma especie (remitir 2 pooles). Cadáveres: tomar hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo de 2 cadáveres. Enviar también el cerebro o la cabeza entera de 2 cadáveres. Las aves muertas de las cuales se extraen las muestras deben tener menos de 24 horas sin vida, de acuerdo a las condiciones climáticas. Todas las aves muestreadas deben ser identificadas. La identificación de la especie resulta fundamental para evaluar el rol de las aves silvestres en la dispersión de la influenza aviar. Cuando sea posible, se debe aportar información sobre la edad, sexo, peso, condición corporal del ave y anillado. Mamíferos marinos: se sugiere tomar muestras de los individuos muertos de todas las especies afectadas. Se debe identificar la especie de la cual se toma muestras. Las muestras recomendadas son hisopado nasal, rectal, pulmonar (a través de una incisión intercostal) y cerebral (a través 22 �del foramen atlanto-occipital) de animales muertos. No debe acercarse a animales vivos, dado que pueden ser peligrosos y agresivos. Resumen de tipo y cantidad de muestras MUESTRAS CATEGORÍAS Aves vivas Cadáveres 20 hisopados traqueales u orofaríngeos. Hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo de 2 cadáveres. Traspatio 10 hisopados traqueales u orofaríngeos. Hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo de 2 cadáveres. Silvestres Hasta 10 hisopados traqueales u orofaríngeos. Hisopado cloacal + traqueal u orofaríngeo y cerebro de 2 cadáveres. Aves de corral Aves de no corral Mamíferos marinos Hisopados nasal, rectal, pulmonar y cerebral de animales muertos Acondicionamiento Embalaje primario El recipiente primario debe ser hermético. En el caso de que se vayan a mandar varios recipientes primarios, cada uno deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. Cuando se calcule el volumen de las muestras que se van a enviar, se deberá tener en cuenta el volumen del medio de transporte. Colocar las muestras de tal forma que no se produzcan derrames. Colocar las muestras identificadas individualmente (de un mismo predio) en una bolsa de nylon o bolsa conservadora, identificando a esta última con el número de Renspa o titular del predio. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte. Cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor espacio “libre” haya en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo. Embalaje secundario El contenedor secundario debe contener material absorbente, suficiente para absorber todo el contenido de los embalajes primarios en caso de rotura o filtraciones. Debe ser hermético. 23 � Acondicionar el embalaje primario en cajas de telgopor, de forma tal que evite roturas y derrames. Embalaje terciario Se deberá poner, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor de embalaje secundario. En caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que lleven a la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje será a prueba de goteo. El embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. Colocar en el exterior de la caja un cartel que diga SOSPECHA, el remito generado en el Sistema Integral de Gestión de Acta de Toma de Muestra (SIGATM) y el Número de Protocolo del SIGSA asociado. Pegar etiqueta con la leyenda “refrigerado”/ “congelado”, según corresponda. Envío Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas a la Dirección de Laboratorio Animal (DILAB) o bien al laboratorio regional de la provincia de Santa Fe, mediante tres alternativas: 1. Si los centros regionales cuentan con laboratorios con mesas de entradas propias deberán entregarse en estas a los efectos de que sean remitidas a la Mesa de Entrada de Muestras (MEM) de la DILAB, o al laboratorio de Santa Fe (consultar previamente disponibilidad de este último). 2. De no contar con laboratorios con mesas de entradas propias, las consevadoras deben ser despachadas directamente con destino a la MEM de la DILAB –Talcahuano 1660, Martínez (CP 1640), Provincia de Buenos Aires– o al laboratorio regional de Santa Fe –Boulevard Pellegrini 3100, 1° Piso, provincia de Santa Fe–. Consultar previamente disponibilidad de este último. 3. Entrega “puerta a puerta”, con recepción durante las 24 horas. En cualquiera de las tres modalidades (envío/entrega), se debe completar la “Solicitud de retiro de encomiendas” y proceder de la siguiente manera, según el destino de la muestra: a. Laboratorio Central (Buenos Aires) En caso de entrega puerta a puerta, se deberá informar en simultáneo (vía correo electrónico) a la siguiente dirección: mesalabadm@senasa.gob.ar . La persona que envíe el correo electrónico desde los correos institucionales deberá identificarse con nombre y apellido ya que, en ocasiones, es necesario transmitir información o hacer consultas y se desconoce el remitente. De ser mediante transporte (público o privado, terrestre o aéreo), una vez obtenido el número de guía que entrega la empresa se debe enviar a los correos de logisticadilab@senasa.gob.ar (con copia a Ana Cardozo y Marcelo Girgenti) la “Solicitud de retiro de encomiendas” para informar el despacho y la solicitud de retiro de las conservadoras enviadas. La solicitud cuenta con un campo específico para informar entregas puerta a puerta. 24 �Contactos para envíos y retiros: Ana Cardozo: acardozo@senasa.gob.ar. Tel: (11) 5155-5139; o #379. Marcelo Girgenti: mgirgenti@senasa.gob.ar. Tel: (11) 4874-6700; interno 2719. Coordinación Administrativa de Laboratorios: (11) 4874-6700; interno 2794. Para entregas puerta a puerta: (11) 2270-6127; (11) 3685-4523. (11) 4874-6762, interno 2603. (11) 4874-6700, internos 2603, 2763, 2662. b. Laboratorio regional (Santa Fe) Para muestras provenientes de Santa Fe Capital, el funcionario actuante las entregará puerta a puerta en el laboratorio. Para muestras provenientes del interior de Santa Fe y Entre Ríos, vía comisionista, las mismas se entregarán puerta a puerta en el laboratorio. En todos los casos, previamente se deberá informar el envío de las muestras. Completar toda la información solicitada en el formulario, ya que el tipo de muestra enviada o el plazo aproximado de arribo impacta en la programación del trabajo del área técnica. Es responsabilidad del centro regional la logística y el aseguramiento del envío y arribo de las muestras a las distintas terminales de transporte, para su posterior retiro y entrega en la MEM del Laboratorio Animal ubicado en Martínez. Contacto regional Ileana Balette: WhatsApp al (11) 3685 – 4809. Correo electrónico al jrlabsafe@senasa.gob.ar 25 �Protocolo en SIGATM Envío al laboratorio oficial del Senasa En todos los casos, las muestras deberán estar amparadas bajo el acta de toma de muestras que debe generarse en el SIGATM. Para ello, se deberá ingresar en el módulo ACTAS DNSA del Sistema, con el siguiente criterio: En el caso de la especie “aves” o “animales silvestres” (si son aves silvestres o fauna marina), se deberá cargar un acta para cada tipo de Matriz disponible (hisopado traqueal, hisopado cloacal o hisopado orofaríngeo); es decir, no incluir en una misma acta dos tipos de hisopado distintos. Para el caso de los mamíferos, se deberá cargar una sola acta para la matriz “hisopado”, independientemente si corresponden a hisopados pulmonares, rectales, nasales o cerebrales. Área: Coordinación General de Control Territorial (CGCT). Motivo de muestreo: sospecha de enfermedad notificable. Submotivo: no hay disponibles. Protocolo: indicar el número de protocolo que generó previamente en SIGSA. Observaciones: describir información de interés. Lugar de toma de muestras: se carga automáticamente ya que el sistema arrastra la información del protocolo de SIGSA. Fecha de toma de muestra: seleccionar manualmente. Naturaleza del lote. Especie: se carga automáticamente ya que el sistema arrastra la información del protocolo del SIGSA. Matriz: para el caso de aves comerciales/traspatio/silvestres, seleccionar hisopado traqueal, orofaríngeo o cloacal según corresponda. Para el caso de mamíferos, seleccionar solo hisopado. Muestras: agregar cada tubo de muestras tomadas, indicando el número de tubo, animal muestreado (muy importante discriminar sano, enfermo o muerto), tipo de identificación, categoría, edad, etc; discriminar por cantidad de hisopos y cantidad de pooles (ej: 2 pooles con 5 hisopados cada uno). Ensayo: seleccionar Diagnóstico Molecular de Influenza Aviar → RTPCR en tiempo real. En el caso de aves silvestres y aves de traspatio, seleccionar también Diagnóstico de Enfermedad de Newcastle → RT-PCR en tiempo real. Laboratorio destino: Senasa - Dirección de Laboratorio y Control Técnico. Oprimir el botón Finalizar. Además, el veterinario deberá generar el remito y preparar el despacho, según las indicaciones disponibles en el instructivo de carga de acta de toma de muestra en SIGATM. 26 �Al momento de despachar las muestras a la MEM de la DILAB, no se deberá hacer a nombre de alguna persona en particular. Aislamiento Las muestras se deberán aislar de todas las aves involucradas, con el fin de garantizar que no tomen contacto con otras aves. Tránsito El tránsito de aves, productos o subproductos de aves susceptibles a IA/ENC, sin la autorización correspondiente, será considerado ilegal y de alto riesgo sanitario, por lo que se decomisará inmediatamente y se procederá al sacrificio sanitario o destrucción, sin que el titular tenga derecho a indemnización. Carga en el SUR Una vez finalizada la visita, se deberá cargar en el SUR los antecedentes sanitarios (AS) y adjuntar la documentación respaldatoria. De acuerdo a lo observado al momento de la inspección, se deberá cargar el AS de acuerdo al siguiente cuadro: Antecedente Sanitario Motivo Inspección predio/establecimiento avícola - sin inconsistencias Se deberá cargar cuando no se encuentren inconsistencias al cumplimiento de la Res. Senasa 1699/2019 al momento de la visita al predio de aves de corral. Si el predio es de aves de traspatio, se deberá cargar cuando visita el mismo. Inspección predio/establecimiento avícola - con inconsistencias graves Se deberá cargar cuando se encuentren inconsistencias graves en el incumplimiento de la Res. Senasa 1699/2019 al momento de la visita al predio de aves de corral o en caso de visitar predio de aves de traspatio y observar que conviven con producción industrial. Inspección predio/establecimiento avícola - con inconsistencias moderadas Se deberá cargar cuando se encuentran inconsistencias moderadas en el incumplimiento de la Res. Senasa 1699/2019 al momento de la visita al predio de aves de corral. Inspección predio/establecimiento avícola - con inconsistencias leves Se deberá cargar cuando se encuentren inconsistencias leves en el incumplimiento de la Res. Senasa 1699/2019 al momento de la visita al predio de aves de corral. 27 �Además, considerando el antecedente sanitario de Muestreo Sospecha de I. AVIAR/ENC, se deberá colocar: Si el resultado es negativo: la fecha del resultado de laboratorio y adjuntar documentación respaldatoria (acta de constatación y resultado de laboratorio). Si el resultado es positivo: la fecha del resultado de laboratorio, adjuntar la documentación respaldatoria (acta de constatación y resultado de laboratorio) y agregar el AS correspondiente a la enfermedad (ejemplo: “Brote de influenza aviar H5”), con la fecha de confirmación del evento. Luego, continuar con la implementación de los procedimientos destinados al control y rápida erradicación de la enfermedad. En caso de no detectarse la secuencia específica de influenza aviar tipo A o de la enfermedad de Newcastle (Paramyxovirus aviar tipo 1) de declaración obligatoria mediante la técnica RT - PCR en tiempo real o aislamiento viral, se deberá proceder al levantamiento de la interdicción, desbloquear la autogestión, permitir movimientos e indicar la finalización de las actuaciones en el establecimiento a través del SIGACTAS. Diagnóstico En este apartado no se describirá el tratamiento de las muestras ni el procedimiento detallado de las técnicas analíticas para el diagnóstico de la influenza aviar y enfermedad de Newcastle, las cuales se encuentran contenidas en los procedimientos (según normas de calidad vigentes) de la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico (DGLYCT). Estos últimos siguen los lineamentos de los laboratorios de referencia internacional para el diagnóstico de IA e ENC La totalidad de las muestras son analizadas por el Senasa en su Laboratorio Central en Martínez o en su laboratorio regional de la provincia de Santa Fe. En el cuadro siguiente, se detallan los ensayos que se deben seleccionar para cada detección, según categoría: Resumen de tipo y cantidad de muestras DIAGNÓSTICO CATEGORÍAS Influenza aviar RT - PCR Enfermedad de Newcastle RT - PCR Sí NO (*) Traspatio Sí Sí Silvestres Sí Sí Sí Sí Aves de corral Aves de no corral Mamíferos marinos (*) Excepto signos compatibles o animales no vacunados. 28 �Contacto Coordinación General de Epidemiología Correo electrónico: notificaciones@senasa.gob.ar/ amarcos@senasa.gob.ar Teléfono: (11) 4121 - 5349 Corporativos: #1590 o #336 Segato Lucila: (11) 3698 - 8143 Zumpano Romina: (11) 3685 - 2674 Programa Nacional de Sanidad Aviar Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar Teléfono: (11) 4121 - 5409 Corporativo: #1438 o #772 Anexo Para descargar la Solicitud de retiro de encomiendas para traslados al Dilab, acceder a la carpeta 36 de Enfermedades de notificación obligatoria. 29 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guía operativa. Notificación y atención de sospechas de influenza aviar y enfermedad de Newcastle. En aves (de corral y de no corral) y mamíferos marinos Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0197 Abstract A summary of the resource. La presente guía tiene como objetivo proporcionar información técnica a los profesionales y técnicos del Senasa sobre las acciones que deben seguir en caso de recibir una notificación de sospecha por Influenza Aviar (IA) o enfermedad de Newcastle (ENC) –ambas de declaración obligatoria– en aves de corral, aves no de corral y mamíferos marinos. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Definiciones Obligatoriedad de notificar Vías de notificación Sospecha de influenza aviar/enfermedad de Newcastle Procedimientos Extracción de muestras Protocolo en SIGATM Tránsito Carga en el SUR Diagnóstico Contacto Anexo Enfermedad de Newcastle Enfermedades de las Aves Influenza Aviar https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/f5869bc5a2d94d7ab8287e499e7ec6cb.pdf c0345eb7774d04118c9a801958bc9bff PDF Text Text GUÍA OPERATIVA Centinelización o muestreo ambiental en aves de corral �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado encargado de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal y vegetal e inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Dirección Nacional de Sanidad Animal Programa Nacional de Sanidad Aviar Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2026 �Contenido Introducción 4 Marco normativo 4 Glosario conceptual 5 Requerimientos previos a la repoblación del predio afectado 5 Criterios de selección de un predio proveedor de aves centinelas 6 Procedimiento de centinelización 6 Acta de toma de muestras 7 Criterios a tener en cuenta para la confección en el SIGATM 7 Procedimiento de recolección de muestras en aves 9 Protocolo de recolección de muestras 10 Insumos necesarios 10 Procedimiento de toma de muestra según tipo de hisopado 10 Conservación 10 Acondicionamiento 11 Muestreo ambiental 11 Insumos necesarios 12 Consideraciones 12 Acondicionamiento 13 Resultados 13 Acta de toma de muestras 14 Carga del antecedente sanitario 14 Contactos 15 Programa de Sanidad Aviar 15 Mesa de ayuda del SIGATM 15 GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 3 �Introducción La centinelización o el muestreo ambiental constituyen procedimientos oficiales ejecutados por el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa), cuyo objetivo es verificar la ausencia del agente viral de influenza aviar (IA) en las unidades productivas que fueron afectadas por este virus. Esta determinación es un requisito indispensable para autorizar el levantamiento de la interdicción sanitaria y el repoblamiento del establecimiento. Dichos procedimientos se implementan únicamente tras el cumplimiento de un período de vacío sanitario no menor a 28 días posteriores al cierre del brote y con previa constatación oficial del acatamiento de las medidas de manejo, higiene y bioseguridad, conforme a la normativa vigente y con respaldo de resultados diagnósticos moleculares negativos. La metodología de centinelización contempla, entre otras alternativas técnicas, la introducción de aves centinelas susceptibles, las cuales son objeto de un seguimiento clínico sistemático y estudios diagnósticos mediante técnicas de biología molecular, necesarias para confirmar la erradicación viral. Por su parte, el muestreo ambiental contempla la recolección de muestras de superficies, polvo y equipos en áreas críticas del establecimiento, con el fin de detectar la posible persistencia del agente viral en el ambiente productivo, evaluar la eficacia de los procedimientos de limpieza y desinfección implementados y reducir el riesgo de reintroducción o diseminación del agente etiológico. Marco normativo El marco legal que sustenta las acciones vinculadas a la sanidad aviar y la respuesta ante enfermedades está compuesto por un conjunto de leyes, decretos y resoluciones vigentes en la República Argentina, así como también por recomendaciones internacionales. Entre ellas, se reconocen: • Ley N.° 27.233. Declara de interés nacional la sanidad animal y vegetal, así como la prevención, control y erradicación de enfermedades y plagas que afecten la producción agropecuaria, la flora y la fauna. Designa al Senasa como autoridad de aplicación, responsable de planificar, ejecutar y controlar las acciones sanitarias en todas las etapas de la producción, transformación, transporte, comercialización y consumo de agroalimentos, incluyendo producciones familiares y artesanales. • Ley de Policía Sanitaria Animal N.° 3.959. Establece la defensa de los ganados en la República Argentina frente a la introducción de enfermedades contagiosas exóticas. • Resolución Senasa N.° 466/2025 establece el Plan de Contingencia ante la presencia de uno o más casos de IA H5/H7 en la República Argentina. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 4 �Glosario conceptual - Aves Centinelas: son ejemplares de aves de corral susceptibles a la infección viral por influenza aviar, las cuales son introducidas de manera controlada y estratégica en un predio que previamente fue afectado por IA H5/H7. - Unidad epidemiológica: designa a un grupo de aves con la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno. - Vacío sanitario: constituye la fase temporal durante la cual se mantiene la interdicción sanitaria oficial del predio, iniciándose formalmente tras la certificación del cierre del brote. Este período se caracteriza por un aislamiento biológico estricto, quedando terminantemente prohibida la movilización de cualquier material inanimado (equipos, elementos, utensilios) dentro o fuera del predio. Asimismo, se impone una restricción rigurosa al movimiento de personas y vehículos. Cualquier movilización esencial de personal, vehículos o activos dentro de los flujos operacionales deberá contar con la autorización expresa y formal del Senasa, garantizando la bioseguridad del proceso. Requerimientos previos a la repoblación del predio afectado Antes de volver a repoblar el predio afectado, el productor/ titular de la habilitación sanitaria debe: a. Haber cumplimentado un vacío sanitario de al menos VEINTIOCHO (28) días desde el cierre del brote. Considerando el cierre del brote a la culminación de las tareas de sacrificio, enterramiento, limpieza y desinfección de las instalaciones. Adicionalmente en este tiempo el predio avícola podrá continuar con limpieza y desinfección y no deberá haber ninguna especie animal en las áreas de producción situadas dentro del cerco perimetral. b. Haber constatado las medidas de manejo, de higiene y de bioseguridad del predio, según Resolución Senasa N.° 1699/2019 (acción constatada mediante SIGACTAS y carga de antecedente sanitario correspondiente). c. De introducir aves centinelas, se podrá seleccionar en conjunto con el productor/titular de la habilitación un predio proveedor de las mismas, el cual deberá ser muestreado por el servicio oficial para el diagnóstico molecular de IA, en el Laboratorio Nacional del Senasa en la localidad de Martínez, Buenos Aires. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 5 �Criterios de selección de un predio proveedor de aves centinelas • Las aves centinelas deben tener como mínimo 3 semanas de edad y ser, preferentemente, libres de patógenos específicos (Specific Patogen Free –SPF). • Las aves deben provenir de un predio con un resultado molecular negativo a IA, dentro de los 14 días anteriores a su introducción. Procedimiento de centinelización La cantidad de aves a ingresar se establecerá en función de la superficie de la unidad epidemiológica, considerando un rango comprendido entre el 1 y el 5% y de la capacidad calculada por metro cuadrado. En todos los casos, deberá asegurarse un mínimo de 20 aves centinelas por cada galpón del predio. Las aves deberán tener acceso y contacto con toda la superficie del galpón, para lo cual se forzará a su contacto mediante el uso de corrales o desplazamiento por paredes ajustables. En el caso de galpones con jaulas, el proceso de centinelización debe asegurar que las aves tomen contacto con la mayor superficie posible, pudiendo aumentar el número de aves, de acuerdo al criterio establecido por el Senasa. Una vez transcurridos los 14 días dentro del galpón (correspondiente a un periodo de incubación), se tomarán muestras oficiales de al menos 20 aves a través de hisopados traqueales/orofaríngeos, en pooles de 5 hisopos, considerando una prevalencia esperada del 15% y una confianza del 95%, para su posterior diagnóstico molecular de RT-PCR a IA en el Laboratorio Nacional del organismo sanitario. Si todas las muestras resultan negativas, se considera al galpón como negativo y el proceso de centinelización estará cumplido para ese espacio. El predio será declarado negativo cuando todos sus galpones cumplan el procedimiento. Solo así se levantará la interdicción del establecimiento, pudiendo realizar el repoblamiento una vez cumplidos todos los requisitos previamente mencionados. Respecto a las aves centinelas, una vez que han cumplido su función de vigilancia y han confirmado la negatividad del predio, podrán permanecer en el establecimiento o bien se podrá realizar su eliminación sanitaria controlada (sacrificio). Tanto los muestreos, como el procesamiento de las muestras y emisión de resultados solo serán válidos si son ejecutados por el Senasa. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 6 �Durante el periodo de permanencia de las aves centinelas en el predio, el veterinario acreditado en Sanidad Aviar será el responsable de informar al Senasa la presencia de mortandad o signos clínicos compatibles con IA. Si hubiese alguna mortandad de aves centinelas, se procederá a la actuación de sospecha de IA, siguiendo los lineamientos del protocolo de notificación y atención de enfermedad denunciable. En caso de registrarse un resultado positivo a IA H5/H7, se suspenderá el proceso de centinelización y se reiniciarán las actividades de sacrificio controlado de las aves centinelas, disposición de mortalidad, sanitización de la cama, limpieza, desinfección, vacío sanitario y nueva centinelización. Acta de toma de muestras Las actas de toma de muestras deberán ser confeccionadas por el veterinario oficial del Senasa a través del sistema SIGATM, tanto para las aves muestreadas previo a su egreso del predio proveedor como para aquellas evaluadas para finalizar el período de centinelización. Una vez generadas, las actas deberán ser vinculadas al remito digital correspondiente mediante el mismo sistema y remitidas al Laboratorio del Central del Senasa. Criterios a tener en cuenta para la confección en el SIGATM Área: Programa de Sanidad Avícola. Motivo: Muestreo Aves. El submotivo se debe seleccionar según a la instancia de toma de muestra: • Proveedores aves centinela para el muestreo previo de las aves a centinelizar. • Muestreo aves centinela para el muestreo el día 14 de las aves centinela que se encuentran en el galpón. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 7 �Para el campo correspondiente a la “Matriz”, el veterinario oficial deberá seleccionar la opción “Hisopados”. En los Ítems muestras, es necesario indicar el origen del hisopado (traqueal/ orofaríngeo/cloacal) y la cantidad de hisopos que contiene cada pool. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 8 �En el apartado “Ensayos”, se deberá completar el grupo de análisis correspondiente e indicar la opción “Diagnóstico molecular de influenza aviar”. Luego, se deberá tildar el análisis “RT-PCR EN TIEMPO REAL GEN M” y hacer clic en el botón “Asignar”. Por último, se deberá seleccionar el laboratorio de destino al que se enviará la muestra, que será en este caso la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico del Senasa. Procedimiento de recolección de muestras en aves Se deben respetar las prácticas de bioseguridad, incluido el uso de equipo de protección personal, para la recolección de muestras. Se recuerda que la toma, acondicionamiento, remisión y análisis es competencia del Senasa. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 9 �Protocolo de recolección de muestras Insumos necesarios • Elementos de protección personal (guantes, mameluco, gafas, barbijo, botas y cubrebotas). • Hisopos de material sintético (rayón o dacrón, no algodón y no deben ser con mango de madera ya que inhibe la técnica de PCR). • Tijeras. • Desinfectantes. • Tubos. • Medio de transporte viral o en su defecto PBS/ solución fisiológica (líquido de conservación). • Marcador indeleble para rotular. • Etiquetas. • Conservadoras y refrigerantes. Procedimiento de toma de muestra según tipo de hisopado - Traqueal: Uno por ave. Levantar la cabeza del ave, abrir el pico, extraer suavemente la lengua e introducir el hisopo en la tráquea girando 2 o 3 veces de manera enérgica, para extraer algunas células (al extraer la lengua, se hace más visible el orificio traqueal). - Orofaríngeo: Uno por ave. Levantar la cabeza del ave, abrir el pico, movilizar el hisopo 3 a 4 veces raspando de manera enérgica las paredes de la cavidad orofaríngea, para retirar algunas células. Luego de tomar la muestra, cortar de inmediato la extremidad del hisopo y sumergirlo en el tubo previamente identificado. Los hisopos deben estar sumergidos en el medio de transporte viral (BHI): caldo cerebro corazón, caldo triptosa fosfato tamponado, caldo nutritivo, caldo peptona o medio comercial de transporte para virus) o en su defecto solución fisiológica de cloruro de sodio al 0,9%, estéril o PBS, hasta cubrir la cabeza del hisopo (de 3 a 5 ml por pool). Se deben remitir hasta 5 hisopos por tubo y no se deben mezclar hisopados traqueales/orofaríngeos con cloacales, es decir que no pueden ir en un mismo pool. Conservación Las muestras deberán ser conservadas y transportadas, desde su obtención hasta su envío al laboratorio a (+2ºC a +8ºC), en un período que no supere las 72 horas. Plazo ideal: inferior a las 24 horas. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 10 �Acondicionamiento Embalaje primario • El recipiente primario debe ser hermético. En el caso de que se vayan a enviar varios recipientes primarios, cada uno deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. • Cuando se calcule el volumen de las muestras que se van a enviar, se deberá tener en cuenta el volumen del medio de transporte. • Colocar las muestras de tal forma que no se produzcan derrames. • Colocar las muestras identificadas individualmente (de un mismo predio) en una bolsa de nylon o bolsa conservadora, identificando a esta última con el número de Renspa o nombre del titular del predio. • Colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte. Cerrar y sellar la tapa. Embalaje secundario El contenedor secundario debe ser hermético y contener material absorbente, suficiente para absorber todo el contenido de los embalajes primarios en caso de rotura o filtraciones. Embalaje terciario Se deberá poner —cuando sea necesario— hielo seco o húmedo alrededor del embalaje secundario. En caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que lleven a la ruptura del paquete. Si se utiliza hielo húmedo, el embalaje deberá ser a prueba de goteo. El embalaje debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. Colocar en su exterior el remito generado en el Sistema Integral de Gestión de Acta de Toma de Muestra (SIGATM). Muestreo ambiental Esta metodología comprende la recolección de muestras de ambientales — tales como superficies, polvo y equipos— en áreas críticas del establecimiento, con el propósito de detectar la posible persistencia del agente viral en el ambiente productivo, verificar la eficacia de los procedimientos de limpieza y desinfección aplicados y minimizar el riesgo de reintroducción o diseminación del agente etiológico. Durante la actividad de muestreo ambiental deberán respetarse las medidas de bioseguridad vigentes, incluyendo el uso obligatorio de equipo de protección personal (EPP). GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 11 �La toma de muestras, su acondicionamiento, remisión y análisis son competencia exclusiva del personal de Senasa. El muestreo podrá realizarse mediante el uso de hisopos o gasas, debiendo definirse previamente el insumo a emplear en consulta con la Dirección Nacional de Sanidad Animal y conforme a los criterios técnicos establecidos. Insumos necesarios • Elementos de protección personal (guantes, mameluco, gafas, barbijo, botas y cubrebotas). • Hisopos de material sintético (rayón o dacrón, no algodón y no deben ser con mango de madera ya que inhibe la técnica de PCR) o gasas 4x4. • Tijeras. • Desinfectantes. • Tubos. • Bolsa hermética. • Medio de transporte viral o en su defecto PBS/ solución fisiológica (líquido de conservación). • Marcador indeleble para rotular y etiquetas. • Conservadoras y refrigerantes. Consideraciones a. Entre las zonas adecuadas para la toma de muestras, se incluyen las superficies dentro del galpón que estuvieron en contacto con las aves enfermas (bebederos, suelo, paredes, jaula, manijas, puertas, áreas de nidificación (de corresponder), los comederos, ventiladores de circulación y de extracción (si hubiese). b. Para la recolección de muestras, el/los hisopos o la/las gasas a utilizar se deben humedecer previamente con solución fisiológica. c. Recolectar muestras de al menos 10 lugares seleccionados en el galpón. d. Si se utiliza gasa, se deberá introducir en una bolsa y verter el líquido de conservación adentro de la misma. Luego, sellarla sacando el aire presionando levemente. Hacer presión con las manos suavemente por 15 segundos, para liberar la muestra en el líquido. Por último, verter el contenido del líquido de la mezcla en un tubo rotulado. Identificar el tubo correctamente, con fecha, número de muestra, origen. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 12 �e. Si la muestra fuese tomada con un hisopo, luego de la recolección se deberá introducir el mismo en un tubo y agitarlo vigorosamente. Identificar el tubo correctamente, con fecha, número de muestra, origen. f. Cada hisopo o gasa podrá utilizarse para el muestreo de múltiples superficies correspondientes a una misma zona específica de la instalación (por ejemplo, diferentes sectores de una pared). A su vez, se pueden utilizar varios hisopos para obtener muestras de un mismo lugar o zona, y agruparlas en un único tubo. En ningún caso deberán mezclarse hisopos provenientes de distintos lugares o zonas. Cada tubo deberá estar rotulado de manera clara y precisa, consignando el origen de la muestra. g. Evitar que se cree una muestra demasiado oscura, densa o viscosa. h. Eliminar los materiales descartables de manera correcta, siguiendo las medidas de bioseguridad. i. Desde la toma de muestra hasta el arribo al Laboratorio Central del Senasa, la muestra debe estar refrigerada, siendo 72 horas el plazo máximo de recepción. j. No congelar ni freezar la muestra. Para períodos de tiempo más prologados se puede colocar en ultrafreezer (-80°C). Acondicionamiento Para el acondicionamiento de la muestras, seguir el mismo procedimiento que para la centinelización (ver página 11). Resultados El predio será declarado negativo cuando la totalidad de las muestras obtenidas arrojen resultados negativos. En dicho momento, el Senasa procederá a levantar la interdicción sanitaria y el predio quedará habilitado para el repoblamiento de aves, siempre y cuando se hayan cumplido todos los requisitos previamente establecidos. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 13 �En caso de que los diagnósticos resulten positivos, se deberá proceder a la reiteración de los procedimientos de limpieza y desinfección, los cuales serán ejecutados y verificados conforme a los protocolos vigentes, hasta que se obtengan resultados negativos que permitan la repoblación del predio. Acta de toma de muestras Para la confección de las actas de toma de muestras en el SIGATM, se debe tener en cuenta los siguientes criterios: Área: Programa de Sanidad Avícola Motivo: Muestreo Aves Submotivo: Muestreo ambiental Posteriormente, para la confección del acta en SIGATM, se deberá proceder de igual manera que en el proceso de centinelización, asegurando el registro completo de la toma de muestra. Carga del antecedente sanitario Luego de realizar el muestreo de las aves centinelas en el proveedor de origen y en el predio afectado, y una vez obtenidos los resultados negativos, se deberá cargar en el Sistema Único de Registro (SUR) el antecedente “Autorización de Ingresos y Egresos de Aves Centinela”, adjuntando el resultado de laboratorio y la documentación correspondiente a la actuación. GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 14 �Contactos Programa de Sanidad Aviar • Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar • Teléfono de contacto: (011) 4121-5409. Mesa de ayuda del SIGATM • Correo electrónico: sigatmayuda@senasa.gob.ar GUÍA OPERATIVA. CENTINELIZACIÓN O MUESTREO AMBIENTAL EN AVES DE CORRAL 15 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guía operativa. Centinelización o muestreo ambiental en aves de corral Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2026 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Programa Nacional de Sanidad Aviar Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0196 Abstract A summary of the resource. La centinelización o el muestreo ambiental constituyen procedimientos oficiales ejecutados por el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa), cuyo objetivo es verificar la ausencia del agente viral de influenza aviar (IA) en las unidades productivas que fueron afectadas por este virus. Esta determinación es un requisito indispensable para autorizar el levantamiento de la interdicción sanitaria y el repoblamiento del establecimiento. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Marco normativo Glosario conceptual Requerimientos previos a la repoblación del predio afectado Criterios de selección de un predio proveedor de aves centinelas Procedimiento de centinelización Acta de toma de muestras Criterios a tener en cuenta para la confección en el SIGATM Procedimiento de recolección de muestras en aves Protocolo de recolección de muestras Insumos necesarios Procedimiento de toma de muestra según tipo de hisopado Conservación Acondicionamiento Muestreo ambiental Insumos necesarios Consideraciones Acondicionamiento Resultados Acta de toma de muestras Carga del antecedente sanitario Contactos Programa de Sanidad Aviar Mesa de ayuda del SIGATM Enfermedades de las Aves Influenza Aviar Toma de muestras https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/c4c4a638a7a2434e26811d9273bcc468.pdf 20f322d46add1cb588935f67a8b88816 PDF Text Text INSTRUCTIVO Toma de muestras en aves de raza Veterinarios oficiales y acreditados en sanidad y bienestar aviar �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �Índice Introducción 4 Normativa 4 Definiciones 4 Establecimientos 5 Período de muestreo 5 Cantidad de aves a muestrear por establecimiento 6 Toma de muestra 6 Materiales 6 Procedimiento para la extracción de sangre 6 Embalaje primario 7 Embalaje secundario 7 Embalaje terciario 7 Protocolo de remisión de muestras - SIGATM 8 Personal interno del Senasa 8 Veterinarios acreditados 9 Envío de las muestras 10 Información complementaria 10 Contacto 10 �Introducción El presente instructivo tiene como finalidad establecer los procedimientos y la metodología que deben aplicar los veterinarios oficiales y los acreditados en Sanidad y Bienestar Aviar Senasa para realizar el muestreo serológico en aves de raza, como requisito obligatorio para su participación en eventos y exposiciones. Asimismo, el instructivo detalla el procedimiento adecuado para la toma, acondicionamiento y envío de las muestras a los Laboratorios de la Red Senasa, garantizando la trazabilidad y la calidad del material remitido para su análisis. La vigilancia epidemiológica serológica es una herramienta esencial para la detección temprana de la Influenza Aviar, lo que permite la implementación oportuna de medidas de control y prevención de la enfermedad. La participación activa y comprometida de todos los actores involucrados — en particular, los productores y los veterinarios acreditados — es fundamental para fortalecer el sistema de vigilancia y asegurar la sanidad del sector avícola. La notificación inmediata al Senasa de cualquier sospecha clínica es obligatoria y constituye un pilar esencial para la respuesta rápida y efectiva ante eventuales casos de Influenza Aviar. Normativa Las siguientes resoluciones constituyen el marco regulatorio que deberá contemplarse para la realización del procedimiento del presente instructivo. • Resolución Senasa N° E1/2018 - Procedimiento único de registro para veterinarios y técnicos acreditados. • Resolución Senasa N° 421/2025 - Requisitos sanitarios y documentales y las actividades de control necesarios para el ingreso y egreso de los animales de todas las especies que concurren a exposiciones ganaderas. • Resolución Senasa N° 468/2025 – Programa de Vigilancia Epidemiológica Activa y Pasiva de la Influenza Aviar. Definiciones Con el objetivo de promover una comprensión precisa, es fundamental establecer las siguientes definiciones: • Aves de raza: refiere a especies de aves como gallinas o gallos, pavos, gallinetas, faisanes, codornices, patos o gansos de razas puras con fines de exposición en ferias y/o eventos. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 4 �• Aves ornamentales: refiere a aves como canarios o psitácidos de razas puras, con fines de exposición en ferias y/o eventos. • Aves de traspatio: aves domésticas criadas a pequeña escala cuya producción se consume en el lugar. • Exposición: evento donde se concentran aves de distintos orígenes para ser expuestos, visitados y/o vendidos. Una vez finalizado el evento, las aves se trasladan al lugar de origen o son vendidos a otros destinos. • Establecimiento: predio donde se encuentran alojadas aves, pertenecientes a uno o varios titulares. Dicho predio debe estar registrado ante el Senasa y se identifica mediante los primeros 11 dígitos del Registro Nacional Sanitario de Productores Agropecuarios (Renspa). Ejemplo: 00.000.0.00000 • Unidad Productiva: es la relación entre un productor y su actividad productiva dentro de un establecimiento agropecuario, vinculada a una ubicación física específica. El Senasa identifica y registra esta relación a través del Registro Nacional Renspa. Ejemplo: 00.000.0.00000/00 Establecimientos Las muestras deberán ser recolectadas por cada establecimiento. Si dentro de un mismo establecimiento hay más de una Unidad Productiva (UP), se deberán tomar muestras en aves de todas las UP presentes. El resultado obtenido será válido para la emisión del Documento de Tránsito electrónico (DT-e) correspondiente a cada UP. Período de muestreo El muestreo se debe realizar una vez por año, previo a la asistencia de la primera exposición. El resultado del mismo tendrá validez durante todo el año en curso. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 5 �Cantidad de aves a muestrear por establecimiento En establecimientos cuya cantidad de aves sea igual o menor a 20, se deberá muestrear la totalidad de ellas. En aquellos que cuenten con una cantidad superior a 20, solo se deberán tomar muestras de 20 aves. TIPO DE MUESTRA 1 Una (1) muestra de sangre de cada ave (una por tubo). Las muestras deben centrifugarse y enviarse sólo el suero libre de hemólisis. Cantidad mínima: 1 ml. Toma de muestra Materiales • Viales tipo Eppendorf (estériles). • Jeringas estériles de 2,5 ml a 3 ml. • Agujas dependerá de la especie a muestrear. • Guantes. • Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. • Conservadora y refrigerantes. Procedimiento para la extracción de sangre Para punción de la vena cubital (ala) se deberá colocar el ave en posición de decúbito lateral, extender el ala, mojar con algodón húmedo las plumas y/o levantarlas sobre la cara ventral de la base ósea de eje humeral, identificar la vena la cubital (vena del ala), presionar para ingurgitarla y extraer como mínimo 2.5 ml de sangre. Para obtener un suero sin hemólisis, se deberá transferir cuidadosamente la sangre de la jeringa al tubo, dejando que la misma escurra por su pared lateral. Nunca se debe vaciar la sangre de forma brusca ni en el fondo del tubo. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 6 �Además, es muy importante evitar agitar los tubos mientras se deja que la sangre repose para separar el suero. Los sueros deben mantenerse refrigerados entre +2 °C y +8 °C, desde el momento de su obtención hasta su envío al laboratorio. Este proceso no debe superar las 72 horas, siendo lo ideal completarlo dentro de las primeras 24 horas. Acondicionamiento Embalaje primario • Debe ser hermético (ej: vial tipo Eppendorf). • En el caso de que se vayan a enviar varios recipientes primarios, cada uno de ellos deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. La/s muestra/s deberán colocarse de forma tal que no se produzcan derrames. Cada una de ellas deberá estar debidamente identificada – correspondiente al número de establecimiento – en una bolsa de nylon o conservadora. Se deberán colocar una cantidad de refrigerantes suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego, se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que, cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo. Embalaje secundario • Debe ser hermético. • Debe contar con material absorbente suficiente, para prevenir eventuales roturas o filtraciones del embalaje primario. El embalaje secundario deberá ser acondicionado en una caja de telgopor, de forma tal que evite roturas y/o posibles derrames. Embalaje terciario a. Se deberá poner, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor de embalaje secundario. En el caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que lleven a la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje será a prueba de goteo. b. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 7 �c. En el exterior de la caja deberá colocarse un sobre de polietileno que contenga la documentación correspondiente. Cuando las muestras se envíen a Laboratorios de la Red del Senasa, se deberá incluir el talón con el número de acta generada en Sistema Integral de Gestión de Actas de Toma de Muestra (SIGATM). Si las muestras se remiten a un Laboratorio Oficial del Senasa, deberá adjuntarse el remito correspondiente al acta, también confeccionado en el SIGATM. El embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. Protocolo de remisión de muestras - SIGATM Personal interno del Senasa Para realizar la Carga del acta de toma de muestras en el SIGATM, el veterinario oficial del Senasa deberá ingresar al sitio web interno del organismo y dirigirse al Portal de Aplicaciones. Allí, en el menú principal, deberá seleccionar la opción “SIG UNILAB Actas SIGATM”. Veterinarios acreditados Para que el veterinario acreditado pueda ingresar al SIGATM, primero deberá dirigirse al sitio web de la Agencia de Recaudación y Control Aduanero (ARCA)1 y acceder con clave fiscal. 1Ex - Afip INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 8 �Allí deberá contar con el servicio del Senasa “SIGATM” vinculado. De lo contrario, se deberá buscar en la página principal el servicio y luego hacer clic en “Agregar”. Una vez vinculado el servicio, el acreditado podrá acceder al sistema a través del botón visualizado en la siguiente pantalla. Al momento de ingresar al SIGATM, el veterinario debe tener vigente su acreditación en Sanidad y Bienestar Aviar. De lo contrario, el sistema no permitirá el ingreso. Al momento de completar el protocolo, se deberá considerar el Instructivo del SIGATM para la carga del acta de toma de muestras de aves de raza, disponible aquí. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 9 �Envío de las muestras Previo al envío de las muestras, el veterinario deberá comunicarse con el laboratorio seleccionado para su recepción. Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas para su análisis y diagnóstico al laboratorio seleccionado al confeccionar el acta en SIGATM. En el caso de los Veterinarios Acreditados en Sanidad y Bienestar Aviar, los envíos serán acordados con el Laboratorio de Red seleccionado o vía remito si se selecciona el Laboratorio Oficial de Senasa en Martínez. Los veterinarios del Senasa deberán enviar las muestras de la misma manera que para la Vigilancia Epidemiológica. Información complementaria • Sitio web de Sanidad Aviar de Senasa. • Buscador de Laboratorios de Red. • Buscador de Veterinarios Acreditados. Contacto Programa de Sanidad Aviar • Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar • Teléfono de contacto: (011) 4121-5409 Mesa de Entradas - Laboratorio oficial de Senasa • Correo electrónico: mesalabadm@senasa.gob.ar INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS EN AVES DE RAZA 10 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Instructivo. Toma de muestras en aves de raza. Veterinarios oficiales y acreditados en sanidad y bienestar aviar Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0195 Abstract A summary of the resource. El presente instructivo tiene como finalidad establecer los procedimientos y la metodología que deben aplicar los veterinarios oficiales y los acreditados en Sanidad y Bienestar Aviar Senasa para realizar el muestreo serológico en aves de raza, como requisito obligatorio para su participación en eventos y exposiciones. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Normativa Definiciones Establecimientos Período de muestreo Cantidad de aves a muestrear por establecimiento Toma de muestra Materiales Procedimiento para la extracción de sangre Embalaje primario Embalaje secundario Embalaje terciario Protocolo de remisión de muestras - SIGATM Personal interno del Senasa Veterinarios acreditados Envío de las muestras Información complementaria Contacto Enfermedades de las Aves Toma de muestras Veterinarios https://biblioteca.senasa.gov.ar/files/original/950116c639df5b128d1bc7c384903ead.pdf 52e2fa34eb5e641bf74c92b8ce4451bd PDF Text Text INSTRUCTIVO Toma de muestras para la vigilancia epidemiológica activa en aves de corral Veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �Índice Objetivo 4 Normativa 4 Criterios de selección de establecimientos 5 Responsables 5 Período de muestreo 6 Definiciones 6 Medidas de bioseguridad 6 Procedimiento de muestreo 7 Cantidad de muestras 7 Materiales 7 Procedimiento para la extracción de sangre 8 Condiciones de conservación y transporte 8 Acondicionamiento 8 Protocolo de remisión de muestras -SIGATM 9 Envío de las muestras 10 Cuadro resumen 11 Información complementaria 12 Contacto 12 �Introducción La Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA) del Senasa, por medio de la Coordinación General de Epidemiología —dependiente de la Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal— y en articulación con el Programa Nacional de Sanidad Aviar, define anualmente los establecimientos que deberán ser muestreados, conforme a los criterios establecidos en una matriz de riesgo. Estos establecimientos deberán ser incorporados de manera obligatoria en las actividades de vigilancia. En este contexto, la nueva Resolución Senasa N.° 468/2025 establece los criterios técnicos y operativos que deben aplicarse para la toma de muestras en el marco de estas acciones de vigilancia. La vigilancia epidemiológica serológica constituye una herramienta clave para la detección temprana de la Influenza aviar, permitiendo la adopción de medidas de control oportunas y la prevención de su diseminación. La participación activa y comprometida de todos los actores del sector es fundamental para fortalecer y ampliar el sistema de vigilancia, asegurando así la sanidad del sector avícola. Objetivo El presente instructivo tiene como objetivo proporcionar a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves los lineamientos técnicos necesarios para la ejecución del muestreo serológico en aves de corral. En el mismo se detallan los procedimientos a seguir, la metodología para la selección de establecimientos, las especificaciones sobre el tipo y cantidad de muestras a remitir, así como su posterior envío a los laboratorios que integran la red del Senasa. De esta manera, se garantiza el cumplimiento de las acciones de vigilancia sanitaria establecidas. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 4 �Normativa Las siguientes resoluciones constituyen el marco regulatorio que deberá contemplarse para la realización del procedimiento del presente instructivo. • Resolución Senasa N.° E1/2018 - Procedimiento único de registro para veterinarios y técnicos acreditados. • Resolución Senasa N.° 153/2021 - Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica de enfermedades animales. • Resolución Senasa N.° 466/2025 - Plan de Contingencia para la Influenza Aviar. • Resolución Senasa N.° 468/2025 - Programa de Vigilancia Epidemiológica Activa y Pasiva de la Influenza Aviar. Criterios de selección de establecimientos La selección de establecimientos a muestrear se encuentra basada en riesgo permitiendo identificar de manera eficiente aquellos establecimientos con mayor probabilidad de transmisión de patógenos de interés sanitario, lo que posibilita aplicar medidas preventivas que generan un mayor impacto sobre la cadena avícola. Para ello, se consideran distintos indicadores y factores de riesgo que conforman un índice de riesgo. Entre ellos se incluye: la antigüedad del establecimiento, la proximidad a humedales o cuerpos de agua permanentes ubicados dentro de un radio de 10 kilómetros, y la cercanía a frigoríficos o granjas situadas en zonas de alta densidad avícola dentro de un radio de 3 kilómetros, según buffers obtenidos mediante herramientas de georreferenciación, la cantidad de inspecciones oficiales realizadas en los últimos 12 meses, entre otros. En el caso de pollos parrilleros, las muestras tomadas en planta de faena serán analizadas por los laboratorios de la Red Nacional del Senasa, correspondientes a aquellos establecimientos que, durante un período continuo de seis meses, hayan presentado una elevada mortalidad en su ciclo productivo y en los cuales la sospecha de enfermedad haya sido descartada por los agentes oficiales del Senasa, conforme a los protocolos vigentes. Responsables Veterinario acreditado en Sanidad y Bienestar de las Aves: debe proceder a la toma de muestra de sueros, el acondicionamiento y la remisión de muestras, correspondientes a cada unidad epidemiológica de aves de los predios que correspondan ser muestreados. Red Nacional de Laboratorios del Senasa: los laboratorios públicos/privados incorpo- rados en a la Red del Senasa son los encargados del análisis serológico y la emisión de resultados. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 5 �Remisión de muestras y diagnóstico serológico para la Influenza Aviar Las muestras obtenidas deben ser remitidas a los laboratorios comprendidos dentro de la Red Nacional de Laboratorios de Controles Analíticos Oficiales (REDLAB) del SENASA, según normativa vigente. Período de muestreo El muestreo se debe realizar una vez por año, con excepción de establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS). Se recomienda ver cuadro disponible en página 11. Definiciones Con el objetivo de promover una comprensión precisa, es fundamental establecer las siguientes definiciones: • Aves de corral: designa a todas las aves criadas o mantenidas en cautiverio para la obtención de productos comerciales avícolas, o la reproducción para estos fines. Las aves no de corral se consideran como aves de corral cuando tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones avícolas. • Aves no de corral: incluye las aves silvestres de vida libre, traspatio, así como las silvestres cautivas, criadas para espectáculos, competencias, exposiciones, colecciones de zoológicos y concursos, y para la reproducción o la venta a dichos efectos, así como las aves de compañía, siempre que no tengan contacto directo o indirecto con aves de corral o instalaciones de producción avícolas. • Aves de raza: se refiere a especies de aves como gallinas o gallos, pavos, gallinetas, faisanes, codornices, patos o gansos de razas puras con fines de exposición en ferias y/o eventos. • Aves ornamentales: se refiere a aves como canarios o psitácidos de razas puras con fines de exposición en ferias y/o eventos. • Aves de traspatio: se refiere a las aves domésticas criadas a pequeña escala cuya producción se consume en el lugar. • Sistema Integrado de Gestión de Actas de Toma de Muestras (SIGATM): herramienta digital del Senasa que permite registrar, gestionar y realizar el seguimiento de las muestras tomadas en campo para distintos programas de vigilancia sanitaria y control oficial. • Unidad epidemiológica: designa a un grupo de aves con la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno, que están bajo el mismo manejo sanitario y comparten condiciones de alojamiento, alimentación y bioseguridad. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 6 �Medidas de bioseguridad Las medidas de bioseguridad son fundamentales para prevenir la introducción y propagación de enfermedades dentro de los establecimientos avícolas. Entre ellas, se destaca el uso obligatorio de elementos de protección personal (EPP) durante todas las tareas, lo que incluye, entre otros, botas, guantes, mamelucos y barbijos, según el riesgo de la actividad. Es imprescindible realizar la desinfección rigurosa de calzado, manos, vehículos y equipos, antes y después de ingresar al establecimiento, asegurando que todos los elementos que entren o salgan se encuentren libres de posibles contaminantes. Además, es crucial evitar la contaminación cruzada entre lotes mediante la correcta planificación de los recorridos, la utilización exclusiva de equipos por lote, y la limpieza y desinfección adecuada entre visitas. Estas medidas, aplicadas de forma estricta y constante, son esenciales para proteger la salud de las aves, mantener la bioseguridad de las producciones y preservar la sanidad del sistema productivo en su conjunto. Procedimiento de muestreo Cantidad de muestras Se deberán tomar muestras de 20 aves. TIPO DE MUESTRA Una muestra de sangre de cada ave (una por tubo). Las muestras deben centrifugarse y enviarse sólo el suero libre de hemólisis. Cantidad mínima: 1 ml. Especies y categorías a muestrear • Aves destinadas a la producción de carne. • Aves destinadas a la producción de huevo. • Aves de reproducción abuelas y padres de línea pesada y liviana • Establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS) en caso de presentarse un brote de IA H5/H7, determinado por el Senasa. • Aves de raza. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 7 �Materiales • Viales tipo Eppendorf (estériles). • Jeringas estériles de 2,5 ml a 3 ml. • Agujas (dependerá del tamaño del ave a muestrear). • Guantes. • Gradillas, alcohol, marcador indeleble y algodón. • Conservadora y refrigerantes. Procedimiento para la extracción de sangre Para la punción de la vena cubital (ala), se deberá: • Colocar el ave en posición de decúbito lateral, extender el ala, mojar las plumas con algodón húmedo; o levantar las mismas sobre la cara ventral de la base ósea del eje humeral, identificar la vena la cubital (vena del ala). • Presionar para ingurgitarla y extraer como mínimo 2.5 ml de sangre. Para obtener un suero sin hemólisis, se deberá transferir cuidadosamente la sangre de la jeringa al tubo, dejando que la sangre escurra por su pared lateral. Nunca se debe vaciar la sangre de forma brusca ni en el fondo del tubo. Además, es muy importante evitar agitar los tubos mientras se deja que la sangre repose para separar el suero. Los sueros deben mantenerse refrigerados entre +2 °C y +8 °C, desde el momento de su obtención hasta su envío al laboratorio. Este proceso no debe superar las 72 horas, siendo lo ideal completarlo dentro de las primeras 24 horas. Condiciones de conservación y transporte Acondicionamiento Embalaje primario • Debe ser hermético (ej: vial tipo Eppendorf). • En el caso de que se vayan a enviar varios recipientes primarios, cada uno de ellos deberá estar envuelto individualmente para evitar posibles daños. La/s muestra/s deberán colocarse de forma tal que no se produzcan derrames. Cada una de ellas deberá estar debidamente identificada – correspondiente al número de establecimiento – en una bolsa de nylon o conservadora. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 8 �Se deberán colocar una cantidad de refrigerantes suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego, se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que, cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo Embalaje secundario • Debe ser hermético. • Debe contar con material absorbente suficiente, para prevenir eventuales roturas o filtraciones del embalaje primario. El embalaje secundario deberá ser acondicionado en una caja de telgopor, de forma tal que evite roturas y/o posibles derrames. Embalaje terciario a. Se deberá poner, cuando sea necesario, hielo seco o húmedo alrededor de embalaje secundario. En el caso de emplear hielo seco, el envoltorio debe permitir la salida del dióxido de carbono para evitar incrementos de presiones que lleven a la ruptura del paquete. Si se usa hielo húmedo, el embalaje será a prueba de goteo. b. Colocar refrigerantes en cantidad suficiente, considerando el tiempo de duración del transporte; luego se deberá cerrar y sellar la tapa. Tener en cuenta que cuanto menor espacio “libre” en la conservadora, las muestras se mantendrán refrigeradas por mayor cantidad de tiempo. c. En el exterior de la caja deberá colocarse un sobre de polietileno que contenga la documentación correspondiente. Cuando las muestras se envíen a Laboratorios de la Red del Senasa, se deberá incluir el talón con el número de acta generada en Sistema Integral de Gestión de Actas de Toma de Muestra (SIGATM). Protocolo de remisión de muestras-SIGATM Para que el veterinario acreditado pueda ingresar al SIGATM, primero deberá dirigirse al sitio web de la Agencia de Recaudación y Control Aduanero (ARCA)1 y acceder con clave fiscal. 1 ex AFIP INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 9 �Allí deberá contar con el servicio del Senasa “SIGATM” vinculado. De lo contrario, se deberá buscar en la página principal el servicio y luego hacer clic en “Agregar”. Una vez vinculado el servicio, el acreditado podrá acceder al sistema a través del botón visualizado en la siguiente pantalla. Al momento de ingresar al SIGATM, el veterinario debe tener vigente su acreditación en Sanidad y Bienestar Aviar. De lo contrario, el sistema no permitirá el ingreso. Al momento de completar el protocolo, se deberá considerar el Instructivo SIGATM para la carga del acta de toma de muestras en aves de corral, disponible en el sitio web de Sanidad Aviar del Senasa. Envío de las muestras Previo al envío de las muestras, el veterinario deberá comunicarse con el laboratorio seleccionado para su recepción. Finalizado el embalaje de las conservadoras, las mismas deben ser despachadas para su análisis y diagnóstico al laboratorio seleccionado al confeccionar el acta en SIGATM. En el exterior de la caja debe colocarse un sobre de polietileno que contenga la documentación correspondiente. Se deberá incluir el talón con el número de acta generado en SIGATM. Se recuerda que el embalaje externo debe introducirse en una bolsa sellada de plástico para protegerlo de la humedad. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 10 �Cuadro resumen Categoría Selección Frecuencia Cantidad de muestra Tipo de muestra Edad de las aves Remisión de las muestras Resultados Observaciones Aves de producción de carne y producción de huevo El Senasa definirá anualmente los criterios para seleccionar los establecimientos que deberán incluirse obligatoriamente en la vigilancia. Anual 20 por unidad epidemiológica Suero Producción de carne: dentro de los 14 días previos a la faena. Producción de huevos: a partir de los 30 días de vida. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Aves de reproducción – abuelas y padres de línea liviana y pesada Todos los establecimientos de genética de abuelos y padres Anual 20 por unidad epidemiológica Suero Aves en la recría: dentro de los 14 días previos a pasar a producción y 14 días antes del envío a faena. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Establecimientos ubicados dentro de la Zona de Control Sanitario (ZCS) La vigilancia está implementada cuando los establecimientos de aves de corral queden comprendidos dentro de la ZCS dispuesta por el Senasa. Zona de perifoco: cada siete días. Zona de vigilancia: cada 14 días. 20 por unidad epidemiológica Suero Las edades que en ese momento se encuentre dentro de las zonas. Dentro de las 24 hs. Deben ser informados dentro de las 48 hs de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. Aves de raza Predios que envíen aves a exposiciones Anual, previo a la exposición 20 por unidad epidemiológica Suero Las edades que en ese momento se encuentre. Dentro de las 48 hs. Deben ser informados dentro de los 5 días de recibida la muestra. Serología positiva a IA H5/H7 es sospecha a IA. La notificación al Senasa debe ser inmediata. INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 11 �Información complementaria • Sitio web de Sanidad Aviar de Senasa. • Buscador de Laboratorios de Red. • Buscador de Veterinarios Acreditados. Contacto Programa de Sanidad Aviar • Correo electrónico: avesygranja@senasa.gob.ar • Teléfono de contacto: (011) 4121-5409 INSTRUCTIVO. TOMA DE MUESTRAS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA EN AVES DE CORRAL 12 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Instructivo. Toma de muestras para la vigilancia epidemiológica activa en aves de corral. Veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa Nacional de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0194 Abstract A summary of the resource. El presente instructivo tiene como objetivo proporcionar a los veterinarios acreditados en Sanidad y Bienestar de las Aves los lineamientos técnicos necesarios para la ejecución del muestreo serológico en aves de corral. En el mismo se detallan los procedimientos a seguir, la metodología para la selección de establecimientos, las especificaciones sobre el tipo y cantidad de muestras a remitir, así como su posterior envío a los laboratorios que integran la red del Senasa. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Objetivo Normativa Criterios de selección de establecimientos Responsables Período de muestreo Definiciones Medidas de bioseguridad Procedimiento de muestreo Cantidad de muestras Materiales Procedimiento para la extracción de sangre Condiciones de conservación y transporte Acondicionamiento Protocolo de remisión de muestras -SIGATM Envío de las muestras Cuadro resumen Información complementaria Contacto Enfermedades de las Aves Toma de muestras Veterinarios